Ивертин, (действующее вещество ивермектин), ветеринарный инсектоакарицидный препарат, метаболизируется большей частью в печени животных. Исследовали морфологию печени и морфометрические параметры гепатоцитов белых крыс при хронической интоксикации ивертином. Крысам первой группы ежедневно внутрь вводили ивертин в дозе 0,1 мг/кг массы, второй группы - 1 мг/кг массы, третьей группы - 20 мг/кг массы, контролем служили интактные животные. Образцы печени забирали для гистологического исследования на 21 сутки. Все манипуляции с лабораторными животными проводили с соблюдением международных рекомендаций Европейской конвенции по защите позвоночных животных, используемых при экспериментальных исследованиях (1997г.). В центролобулярной (ЦЗ), интрамедиарной (ИЗ) и перипортальной (ПЗ) зонах дольки подсчитывали длинный и короткий диаметры ядер и гепатоцитов, площадь поперечного сечения и объем ядер, клеток, цитоплазмы; ядерно-клеточные и ядерно-цитоплазменные отношения, а также коэффициент вытянутости ядра. Оценку значимости различий проводили по критерию Стьюдента относительно аналогичных показателей контрольной группы.

В печени крыс первой группы отмечали признаки внутриклеточной белково-жировой дистрофии, застойную гиперемию. В гепатоцитах наблюдали зернистость цитоплазмы, увеличение ядра, редко кариорексис. В печени крыс второй группы - признаки внеклеточной белковой дистрофии, гемостаз, отмечали кровоизлияния в ЦЗ, увеличение ядер гепатоцитов. Гепатоциты уменьшены в размерах и объеме в ИЗ и ПЗ относительно аналогичных показателей контрольных животных. У крыс третьей группы печень в состоянии токсической дистрофии с кровоизлияниями, наблюдали милиарные некрозы. В гепатоцитах отмечали кариолизис, плазмопикноз. Возрастало количество лимфоидных клеток в периваскулярных пространствах и вокруг триад печеночных долек.

У животных опытных групп отмечали увеличение диаметров ядер гепатоцитов ЦЗ печеночной дольки. Площадь сечения ядра гепатоцитов ЦЗ крыс первой, второй, третьей групп достоверно возрастала на 91, 87 и 48%, в ИЗ – на 23, 48, 13% соответственно. Объем ядер максимально увеличивался в ЦЗ и ИЗ. У крыс первой, второй и третьей групп наблюдали увеличение площади сечения клеток на 18, 8, 7% в ЦЗ и достоверное уменьшение в других зонах дольки. Аналогично изменялся объем клеток. Площадь цитоплазмы значительно уменьшалась у крыс второй группы в ИЗ, ПЗ на 30 и 28%, менее значительно в третьей (на 29 и 9%) и первой группах (на 5 и 12%). Объем цитоплазмы возрастал на 52% в ЦЗ дольки печени крыс первой и второй групп, уменьшался на 3% у крыс третьей группы. У животных первой, второй и третьей групп данный показатель снижался на 10, 35, 38% в ИЗ. В ПЗ печени крыс второй группы объем цитоплазмы уменьшался на 30%, а первой и третьей группы - увеличивался на 2 и 4%. Ядерно-цитоплазменные отношения по площади сечения и объему возрастали во всех опытных случаях, но наибольшими были у крыс второй группы. Аналогичную тенденцию отмечали относительно показателей ядерно-клеточных отношений по площади сечения и объему. Коэффициент вытянутости ядра гепатоцитов увеличивался у крыс первой группы, что свидетельствует о возникновении полиморфных ядер.

Результаты исследования свидетельствуют о том, что ивертин способствует возникновению деструктивных изменений в паренхиме печени, которые проявляются изменением линейных параметров гепатоцитов, их ядер, а также увеличением показателей ядерно-цитоплазменных отношений. Отмеченные изменения носят дозозависимый характер .

PATOMORFOLOGICAL CHANGES IN LIVER OF RATS AT CHRONIC INTOXICATION OF IVERTINS IN EXPERIMENT

V.I. Gerunov, L.К. Gerunova, Е.V. Semeryak, A.Y. Kozina

Ivertin (1% injection solution of ivermektin) at introduction inward to the white rats in doses 0,1; 1; 20 mg/ kg had influence and morfometric parameters of gepato с ytes on morphology liver. The signs of albumen-fatty dystrophy are marked, stagnant hyperemia of liver for the rats of the first group; for the rats of the second group are signs of albuminous dystrophy, hemostat, hemorrhage, increase of kernels of gepato с ytes; for the rats of the third group are signs of toxic dystrophy of liver, hemorrhage, miliarnye necrosises. The results of researches testify that ivertin is instrumental in the origin of destructive changes in livers which show up the change of linear parameters of gepatocytes, their kernels, by the increase of kern -cytoplasmens relations. Character of the noted changes depends on the dose of ivertin.

Авторами изучено воздействие внутрибрюшинного введения свинца в условиях подострого и хрони­ческого эксперимента на состояние липидного и энергетического обмена. Показаны состояние микро-сомального окисления в печени, характер образования липопротеидов на фоне использования специа­лизированного пищевого продукта. Установлено наличие защитного эффекта изучаемого продукта.

Характерной особенностью печени является способность накапливать при интоксикациях липи­ды. При этом возможно накопление липидов в печеночных макрофагах, что характерно на ранних стадиях метаболических перестроек, а также в виде жировых накоплений в гепатоцитах [1]. То есть изучение этого процесса также дает возможность оценивать адаптационные возможности организма.

Использование алиментарной коррекции при интоксикациях является одним из наиболее эффек­тивных способов повышения адаптационных возможностей организма. Широкое распространение приобрели подходы, направленные на ускорение распада веществ, сорбцию вещества в кишечнике и удаление вещества из организма. Поскольку свинец не может метаболизироваться в печени — прак­тически не образует водорастворимых соединений, то целесообразным может быть подход, направ­ленный на ускорение выведения его из кишечника и дальнейшее удаление из организма. С этой целью было предложено использование Экосорба АЖК-1. В составе этого продукта имеется специ­ально обработанная пшеница с высоким содержанием отрубей, которые стимулируют желчевыведе-ние и механическое отделение отмерших энтероцитов, что стимулирует выведение свинца в кишеч­ник. Кроме того, в составе этого продукта содержится молотая яичная скорлупа, которая обладает свойством сорбировать химические вещества.

Материалы и методы

Исследования проводились на половозрелых белых крысах-самцах. Животные были разделены на 3 группы: 1-я группа — интактные крысы; животные 2-й и 3-й групп подвергались внутрибрю-шинной затравке эмульсией ацетата свинца в дозе 1/5 Q^₅₀ в течение 4 недель 1 раз в неделю и 1/10 LD50 — в течение 18 недель 1 раз в неделю. Предварительно определяли среднесмертельную до­зу ацетата свинца при однократном введении (340 мг/кг). Для этого готовилась эмульсия путем раз­ведения ацетата свинца в глицерине. При этом получали 5 %-ную эмульсию. Перед введением эмуль­сию подогревали до температуры 28-30 °С.

При определении длительности эксперимента был также использован расчет согласно данным Ю.Р.Рыболовлева [2], из которых следовало, что величины продолжительности жизни млекопитаю­щих относятся между собой как обратные величины квадратов коэффициентов видовой устойчиво­сти. Исходя из них следовало, что 18 недель жизни крысы соответствуют 13,5 года жизни человека.

Животные 1-й (контроль) и 2-й (воздействие свинца) групп содержались на общевиварном ра­ционе, пищу получали ad libitum. Животные 3-й группы дополнительно получали 10 г (на сухой вес) Экосорба АЖК-1 (ТУ 650 РК 05852304-001-95).

В состав специализированного продукта в качестве базового компонента входят специально об­работанная пшеница с высоким содержанием отрубей и специально обработанная скорлупа куриных яиц, а также наполнитель.

Отруби включались как источник клетчатки, стимулятор желчевыведения и как источник вита­минов группы В. Скорлупа включалась как вещество, обладающее способностью сорбировать из ки­шечника токсины.

Содержание общих липидов (ОЛ) в печени определяли турбидиметрическим методом [3]. Уро­вень холестерина (Хс) определяли по методу В.А.Узбекова и Г.И.Ягуфаровой [4]. Определение липопротеидов высокой и низкой плотности (ЛПВИ и ЛПНП) для исследований крови выполнялось в ра­боте по методам, описанным А.А.Покровским [5]. Морфологическое состояние печени оценивали по окраске при помощи гематоксилина с эозином.

Результаты и их обсуждение

Проведенные исследования показали, что уровень Хс повысился на 23,2 % у животных, под­вергшихся воздействию ацетатом свинца. При этом содержание ОЛ также повысилось на 10,7 %.

У животных, подвергнутых воздействию свинца на фоне получения Экосорба АЖК-1 (3-я груп­па), относительно контрольной группы отмечалось достоверное снижение уровня Хс — на 14 % (р Г.К.Турлыбекова, Г.О.Жузбаева

СПОСОБНОСТЬ ЭМБРИОСПЕЦИФИЧЕСКИХ ФАКТОРОВ СНИЖАТЬ ТЯЖЕСТЬ ОСТРОЙ ИНТОКСИКАЦИИ ТЕТРАХЛОРМЕТАНОМ У КРЫС

Институт проблем криобиологии и криомедицины НАН Украины, г. Харьков

Загрязнение окружающей среды и ухудшение экологической обстановки привели к росту количества острых и хронических заболеваний печени. На современном этапе исследований этой проблемы разработаны различные методы лечения как традиционного, так и альтернативного характера [1—3].

Как известно, развитие острой и хронической патологии печени сопровождается изменением цитокинового профиля в печени. Активными участниками этого процесса являются как паренхиматозные, так и непаренхиматозные клетки печени, продуцирующие фактор некроза опухоли альфа (ФНО альфа), трансформирующий фактор роста бета (ТФР бета), интерлейкины 1 и 6 (ИЛ-1, ИЛ-6) и другие факторы воспаления и последующей регенерации органа [1, 4]. Показана возможность изменения цитокинового профиля и состояния реципиента при экспериментальной патологии печени путем экзогенного введения ростовых факторов [5]. Фетальные ткани характеризуются высоким содержанием цитокинов и ростовых факторов [6], что дает основание предположить перспективность применения их экстрактов для коррекции цитокинового профиля при поражении печени.

Классическая модель острого токсического гепатита при однократном введении тетрахлорметана (ТХМ) привлекает внимание исследователей разнонаправленностью действия ССl₄, приводящего к нарушению белоксинтезирующей функции, нарушению прооксидантно-антиоксидантного равновесия и гиперпродукции провоспалительных цитокинов [4, 7].

Целью работы было изучение влияния предварительного введения эмбриоспецифических факторов (ЭСФ) в виде цитозоля эмбриональных тканей человека 9—12 недель гестации на течение ТХМ-индуцированного гепатита.

Материалы и методы исследования

В работе использовали белых нелинейных крыс-самцов массой 150—200 г (n=36). Все процедуры с животными проводили под эфирным наркозом.

Острую интоксикацию моделировали однократным внутрибрюшинным введением 50%-го масляного раствора ТХМ в дозе 0,3 мл на 100 г массы тела. В качестве эмбриоспецифических факторов использовали цитозоль фетальных тканей человека 9—12 недель гестации, полученный в результате высокоскоростного центрифугирования 40%-го гомогената при 105000 g в течение 1,5 часов. Все работы по получению цитозоля проводили в стерильных условиях.

Животные были разделены на следующие группы: 1 — контрольная. Животным за 4 ч до интоксикации вводили в бедренную вену 0,3 мл/100 г физиологического раствора; 2 -опытная. Животным за 4 ч до индукции гепатита в бедренную вену вводили 0,3 мл/100 г цитозоля; 3 — интактные животные. Забор крови из хвостовой вены осуществляли через 24, 48 и 72 ч после введения ТХМ. В сыворотке крови определяли активности аспартатаминотрансферазы (АСТ) и аланинаминотрансферазы (АЛТ) с использованием стандартных наборов. Активность ферментов выражали в Е/л. Динамику накопления ТБК-активных продуктов определяли по методу [8], показатель выражали мкмоль МДА/л сыворотки. Изменение содержания альбумина определяли экспресс-методом по реакции взаимодействия с бромкрезоловым зеленым, выражали в г/л сыворотки.

После последнего забора крови животных декапитировали, печень перфузировали in situ физиологическим раствором и готовили гомогенат на 50 мM трис-HCl буфере, содержащем 50 mM NaCl. В гомогенате печени животных исследовали базальный уровень ТБК-активных продуктов согласно методу [8], показатель выражали в пмоль МДА/мг белка. Также исследовали интенсивность индуцированного перекисного окисления липидов (ПОЛ). Для этого гомогенат инкубировали 10 мин в среде, содержащей 50 мM трис-НСl, 50 мM NaCl, 0,25 мM аскорбата и 12 мкM FeSO₄. Скорость накопления ТБК-активных продуктов определяли согласно методу [9] и выражали в пмоль МДА/мг белка за 1 мин. Активность каталазы определяли спектрофотометрически по убыли перекиси водорода при длине волны 240 нм [10]. Активность фермента выражали в мкмоль Н₂О₂/мг белка за 1 мин.

Содержание белка в гомогенате печени определяли биуретовым методом.

В работе использовали экспресс-наборы и реактивы фирм Sigma (USA), Reanal (Чехия), "Биокон"(Россия).

Льняное масло издавна используется в традиционной медицине для профилактики и лечения самых разных заболеваний, благодаря положительному влиянию на многие органы и системы. Основная ценность льняного масла состоит в его уникальном жирнокислотном составе, который в большом количестве содержит незаменимые полиненасыщенные жирные кислоты (ПНЖК). ПНЖК, являясь эссенциальными факторами пищи, обладают разнообразной биологической активностью, участвуют в адаптации организма к окружающей среде, оказывая сложный интегральный эффект, обусловливающий их незаменимость для большинства живых организмов [1, 5, 9].

Особое внимание уделяется роли ПНЖК в метаболизме липидов, поддержании жидкостности клеточных мембран, богатых длинноцепочными полиеновыми кислотами. Действие ПНЖК семейства ω-3 и w-6 на липидный обмен человека и животных состоит в торможении синтеза триацилглицеринов (ТАГ) в печени, блокировании образования свободных радикалов и активных форм кислорода. Поступление в организм ПНЖК вызывает активацию окисления жирных кислот в тканях, снижение уровня холестерина, нормализацию обмена липопротеиновых частиц крови [4, 10].

В составе льняного масла содержится 35–40 % линоленовой кислоты, 25–35 % линолевой, 15–25 % − олеиновой, а также пальмитиновая и стеариновая жирные кислоты. w-3 – полиненасыщенная линоленовая кислота обнаружена в большом количестве только в рыбьем жире и в льняном масле, в котором её почти в 2 раза больше, чем в жире, полученном из морепродуктов, выросших в диких условиях, так как в морепродуктах искусственного выращивания линоленовой кислоты содержится существенно меньше. Содержание линоленовой кислоты при получении льняного масла методом холодного отжима при температуре не выше 40–45 °С может достигать 60 %, а линолевой ‒ от 14 до 30 %. Только в масле, полученном способом холодного отжима, сохраняются фосфолипиды (ФЛ), w-3 и w-6 жирные кислоты. В льняном масле содержатся также органические кислоты, каротины, гликозид линомарин, витамины А, В1, С, Е, К, ферменты.

Биологические эффекты липофильных продуктов растительного происхождения были и остаются предметом многочисленных исследований. Активно ведется изучение метаболических эффектов веществ природного происхождения, содержащих в своем составе ПНЖК и другие соединения, нормализующие обмен веществ при его нарушениях и, в том числе, при метаболических нарушениях токсического генеза.

Печень занимает центральное место в процессах углеводного, белкового, липидного, пигментного метаболизма, а также в процессах детоксикации многочисленных веществ, попадающих в организм [8]. Ксенобиотики в печени подвергаются биотрансформации с образованием менее токсичных метаболитов, которые в дальнейшем переносятся транспортными белками и элиминируются из организма [2, 3]. Таким образом, печень участвует в поддержании биохимического гомеокинеза организма, обеспечивая слаженную работу метаболического конвейера, эффективность которого зависит, прежде всего, от состояния печеночных энзимных систем. Изменение активности печеночных ферментов ведет к снижению детоксикационной функции печени, а также участия в биосинтезе фосфолипидов клеточных мембран, что приводит к нарушению их функционального состояния. Таким образом, воздействие на организм чужеродных веществ, обладающих токсическими свойствами, может оказывать значительное влияние на печень, приводящее к формированию ее токсического поражения [6, 7].

В этой связи поиск возможных путей коррекции метаболических нарушений при печеночной недостаточности, индуцированной тетрахлорметаном, с использованием липофильных продуктов растительного происхождения с известными и предполагаемыми гепатопротекторными, гиполипидемическими и антиоксидантными свойствами представляется актуальным.

В экспериментах было использовано 125 белых беспородных крыс-самцов с массой тела 170–220 грамм. Животные были одного возраста, содержались в стандартных условиях университетского вивариума. Использование животных в эксперименте проводилось в соответствии с правилами, регламентированными законодательством Российской Федерации и рекомендациями Европейской конвенции о защите позвоночных животных, используемых для экспериментов в научных или иных целях (1986).

Подопытные животные были разделены на группы: первая (I) группа – контрольная (n = 25), вторая (II, n = 25) – животные этой группы выводились из эксперимента на 7-е сутки, третья (III, n = 25) – животные этой группы выводились из эксперимента на 30-е сутки и четвертая (IV, n = 25) группа – животные с моделированием экспериментального токсического поражения печени (ТПП), вызванного трехкратным введением 50 %-го масляного раствора CCl4 (0,5 мл/100 г массы тела). Крысам IV группы в течение 27 дней вводили внутрижелудочно льняное масло в количестве 0,2 мл в сутки с помощью зонда в утренние часы до основного кормления животных.

Биохимические исследования выполнялись общепринятыми методами и включали оценку гепатотропных и метаболических эффектов тетрахлорметана и льняного масла. Функциональное состояние печени характеризовали по показателям активности аспартатаминотрансферазы (АСТ), аланинаминотрансферазы (АЛТ), щелочной фосфатазы (ЩФ), g-глутамилтранспептидазы (g-ГТП) в сыворотке крови подопытных крыс. Состояние метаболизма углеводов оценивали по концентрации в крови глюкозы, пировиноградной кислоты (ПВК) и лактата, а метаболизм белков – по содержанию в сыворотке крови общего белка, альбумина и фракций глобулинов. Метаболизм липидов характеризовали путем определения содержания в сыворотке крови: общего холестерина (ОХС), триацилглицеринов (ТАГ), эфиров холестерина (ЭХС), неэтерифицированного холестерина (НЭХС), холестерина липопротеидов высокой плотности (ЛПВП), низкой (ЛПНП) и очень низкой плотности (ЛПОНП), а также липидов эритроцитов (общих и ФЛ).

Печень является центральным органом, в котором протекают основные метаболические процессы обмена белков, липидов и углеводов. Также печень выполняет барьерную функцию, защищая внутреннюю среду организма от попадания чужеродных агентов, инактивируя ксенобиотики. В связи с чем заболевания, связанные с токсическим поражением печени, занимают ведущее место среди патологий, вызывающих необратимые нарушения в функционировании всех систем организма [1].

У животных наиболее близкие к человеку морфологические изменения паренхимы печени возникают после введения в организм четыреххлористого углерода (ССl4). В связи с чем интоксикация животных ССl4 в эксперименте является наиболее эффективной моделью как для обнаружения характерных биохимических нарушений, возникающих при воздействии токсического агента, так и для поиска новых лекарственных средств, обладающих гепатотропными свойствами [4].

Предположительно, гепатотоксический эффект СС14 обусловлен повреждением клеточных структур свободными радикалами, образующимися при метаболизме этого соединения в эндоплазматическом ретикулуме печени [8]. Гепатотоксичность является лишь основным проявлением действия тетрахлорметана, тогда как в условиях окислительного стресса образующиеся свободные радикалы способны оказывать повреждающий эффект и на другие органы пищеварительной системы, что особенно заметно при пероральном поступлении CCl4 в организм человека или животного. Повреждению желудка, кишечника и поджелудочной железы способствуют также нарушения между различными отделами пищеварительной системы, возникающие вторично на фоне формирования острой печеночной недостаточности [5].

В связи с этим проблема изучения биохимических механизмов регуляции функциональной активности пищеварительных желез в условиях воздействия токсических агентов, а также разработка мер, направленных на устранение обнаруживаемых нарушений, в настоящее время является актуальным направлением современной экспериментальной и клинической гепатологии.

Цель настоящего исследования - изучить изменение активности протеиназ желудочно-кишечного тракта крыс, подвергнутых воздействию четыреххлористого углерода, определить патогенетический механизм нарушений и изучить возможность коррекции обнаруженных метаболических изменений при использовании растительных масел.

Материал и методы. В экспериментах использовано 150 белых беспородных крыс самцов весом 150-200 г. В каждой опытной и контрольной группе животные были одного возраста и веса. Они содержались в стандартных условиях, с соблюдением всех правил и международных рекомендаций [3].

Опытные животные были распределены на следующие группы. Первая группа (25 крыс) - интактные животные. Вторая группа (25 крыс) - животные с моделью токсического поражения печени, вызванного введением четыреххлористого углерода, исследование биохимических параметров у которых производилось на 7 сутки после начала эксперимента. Третья группа (25 крыс) - животные с моделью токсического поражения печени, вызванного введением четыреххлористого углерода, исследование биохимических параметров у которых производилось на 30 сутки после начала эксперимента. Четвертая группа (75 крыс) - животные с предварительно созданным экспериментальным токсическим гепатитом, которым по гастральному зонду вводили изучаемые масла: масло черного ореха - подгруппа IVА (n=25), масло грецкого ореха - подгруппа IVБ (n=25), льняное масло - подгруппа IVВ (n=25).

Для создания модели острого токсического поражения печени крысам подкожно вводили 50 % масляный раствор CCl4 из расчета 0,5 мл на 100 г массы тела животного один раз в сутки в течение трех суток [4]. Забор крови и внутренних органов (желудка, поджелудочной железы) для исследования у животных опытных и контрольной групп проводили на 7 и на 30 сутки после начала эксперимента путем декапитации под нембуталовым наркозом (35 мг/кг). Забой крыс производили после их 14-часового голодания, в утренние часы, согласно принятым на этот счет инструкциям и законодательным актам [3]. Органы животных промывали холодным физиологическим раствором, участки слизистой желудка отделяли от серозной оболочки и тщательно измельчали. Также измельчали отдельно поджелудочную железу. Измельченные органы взвешивали и готовили из них 10 %-ные гомогенаты на дистиллированной воде и активировали их. Для активации в гомогенаты желудка добавляли 0,1 н. раствор НCI в расчете 0,2 мл НCI на 1 мл гомогената. Далее инкубировали в водяном термостате в течение 1 часа при температуре 37 оС. После этого центрифугировали в течение 15 минут при 3000 об/мин, отделяли надосадочную жидкость и определяли в ней активность ферментов.

Для определения активности пепсина в гомогенатах слизистой оболочки желудка был использован экспресс-метод Н. П. Пятницкого [1968]. Метод основан на способности пепсина створаживать забуференное молоко (молочно-ацетную смесь, МАС) при рН 5,0 и температуре 25 оС. Время появления хлопьев казеина в пробирке находится в обратной зависимости от активности фермента. Данный метод позволяет определять количество пепсина не только в условных единицах, но, пользуясь эталонным раствором кристаллического пепсина, и в миллиграммах. Активность фермента выражали в мг/г влажной ткани слизистой оболочки желудка [11]. Определение активности трипсина в гомогенатах поджелудочной железы проводили методом Эрлангера - Шатерникова. Метод основан на способности трипсина расщеплять синтетический субстрат - бензоиларгинин-р-нитроанилид (БАПНА) с образованием окрашенного р-нитроанилида, количество которого, определяемого колориметрически (l = 410 нм), пропорционально активности фермента [9]. Активность трипсина выражали в мг на 1 г влажной ткани поджелудочной железы. Активность химотрипсина в гомогенатах поджелудочной железы определяли по методу Н. П. Пятницкого (1965). Этот метод имеет сходство с методом определения пепсина в желудочном соке и основан на способности фермента свертывать молочно-ацетатную смесь при температуре 35 оС. Активность химотрипсина выражали в условных единицах на 1 г влажной ткани поджелудочной железы [10].

Для выявления наиболее вероятной причины изменения активности пищеварительных протеиназ исследовали активность протекания процессов ПОЛ по реакции между вторичными продуктами липопероксидации и тиобарбитуровой кислотой (определяли содержание в крови ТБК-реактивных продуктов - ТБК-РП) [6], а также проводили изучение активности ферментов антирадикальной защиты эритроцитов - каталазы и супероксиддисмутазы (СОД). Активность СОД определяли по методу В. А. Костюка и соавт. [1990]. Активность каталазы определяли колориметрическим методом по М. А. Королюку и соавт. [1988].

Все исследования были выполнены в день забора крови и внутренних органов.

Полученные экспериментальные данные были обработаны методами вариационной статистики с использованием t-критерия Стьюдента. Достоверным считали различие при р

Актуальность. В последние десятилетия широкое распространение получила проблема по исследованию негативного воздействия группы стойких органических загрязнителей (СОЗ) на окружающую среду. Большинство их долгое время массово использовалось в промышленности и сельском хозяйстве многих стран мира. Эти соединения являются хлорсодержащими органическими веществами, обладающие следующими свойствами:

• биоаккумуляция (способность накапливаться в живых организмах из-за высокой растворимости в жирах и липидах);
• глобальная распространенность благодаря способности переноситься на значительные расстояния;
• чрезвычайно высокая устойчивость к физическим, химическим и биологическим изменениям;
• способность оказывать токсическое воздействие на организмы в крайне малых дозах [2, 3].

Полихлорированные бифенилы являются одними их самых распространенных среди стойких органических загрязнителей. Их массовое производство и использование началось в 1929 г., прекращение же их промышленного выпуска состоялось лишь в 1986 году. ПХБ относятся к классу ароматических соединений, состоят из хлорзамещенных производных дифенила, имеют эмпирическую формулу: С₁₂Н_10-n C I_n, где n – число от 1 до 10 [4].

Всемирная организация здравоохранения выделяет следующие пути поступления полихлорбифенилов в окружающую среду:

• испарения из пластификаторов;
• выделение при сжигании бытовых и промышленных отходов, а также при возгорании трансформаторов, конденсаторов и другого промышленного оборудования, в котором использовались ПХБ;
• утечки с другими промышленными отходами; вывоз ПХБ на свалки и поля аэрации;
• другие неконтролируемые пути.

В основном загрязнение происходит по трем первым каналам.

При воздействии ПХБ на организм человека и животных возникает комплекс патологических симптомов. Среди них – нарастающая печеночная недостаточность, гиперкератоз, пигментация кожи, поражения эндокринной, нервной и половой систем [1].

Цель. Выявить изменения веса тела и относительной массы печени крыс в зависимости от дозы и динамики наблюдения на 1-е и 56-е сутки после подострого введения полихлорбифенилов в токсигенный период.

Совол (ГОСТ-6-01-24-85) – это смесь вязкой маслообразной консистенции, включающая 26% тетра-, 64,6% пента-, 9% гексахлорбифенилы, а также следовые количества гептахлорбифенилов. Смесь бесцветна, с запахом машинного масла, растворяется в органических растворителях, температура кипения составляет 242 — 260 0 С при 20 мм. рт. ст., плотностью – 1,5304 при 20 0 С. По токсичности относится ко второму классу опасности (ГОСТ 12.01.007-76).

Были сформированы 3 группы экспериментальных животных, в зависимости от вводимой дозы токсической смеси (таблица 1):

I группа – суммарная доза ПХБ за весь срок его введения составила 3000 мг/кг, что соответствует токсическому действию препарата при 0,5 ЛД_50;

II группа – суммарная доза ПХБ за весь срок его введения составила 150 мг/кг, что соответствует токсическому действию препарата при 0,025 ЛД₅₀;

контрольная (интактная) группа, которой вводили по 1 мл растительного масла в течение 28-и дней.

Схема и количество подопытных животных в эксперименте

Группа	Доза ПХБ	Сроки введения ПХБ	Количество животных
1	0,5 (1/2) ЛД50 (3000 мг/кг веса крыс)	1-28 сутки	16
2	0,025 (1/40) ЛД50 (150 мг/кг веса крыс)	1-28 сутки	16
контроль	1 мл растительного масла	1-28 сутки	16

Забой животных производили под лёгким эфирным наркозом, с последующим извлечением печени.

Забор экспериментального материала был произведен на 1-е и 56-е сутки после завершения подострого введения токсиканта.

Полученные результаты показали, что после подострого введения полихлорбифенилов в дозах 0,5 ЛД₅₀ и 0,025 ЛД₅₀ группам экспериментальных крыс, отмечалось отрицательное воздействие токсиканта и его метаболитов как на весь организм, так и на отдельные органы. Важно учесть, что изменение относительной массы печени (отношение массы печени в мг к массе тела в г) свидетельствует о наличии в нем воспалительного процесса [2].

Наблюдение за экспериментальными животными показало, что степень их интоксикации напрямую зависит от количества введенного токсиканта. Полученные данные свидетельствуют о том, что у крыс наблюдалось уменьшение массы тела на 1-е и 56-е сутки после подострого введения полихлорбифенилов при дозе 0,5 ЛД₅₀ по сравнению с динамикой изменения массы тела интактной группы. Так, у крыс данной группы масса тела уменьшилась и на 1-е сутки составив 239,8 г [316,4; 216], (р=0,0001) (74,2%) по сравнению со значениями контрольной группы 323,2 г [352,1; 269,3], а на 56-е сутки – 240,2 г [282; 198,4], (р=0,001), (70,5%) при контроле 340 г [357,2; 318,6]. В свою очередь, в группе крыс, получавших токсикант в дозе 0,025 ЛД₅₀, также отмечалось уменьшение веса тела, значения которой на 1-е и 56-е сутки были равны 251,1 г [345,9; 217,2], (р Мотыгуллин Булат Рустамович, Гайнуллина Айгуль Айратовна, Каюмова Алия Фаритовна