Заражение лабораторных животных вирусами

чЩИПД ЧЙТЙПОПЧ ЙЪ ЛМЕФЛЙ ТЕБМЙЪХЕФУС ДЧХНС ПУОПЧОЩНЙ РХФСНЙ. рЕТЧЩК ФЙР - ЧЪТЩЧОПК: ЙЪ РПЗЙВБАЭЕК ЛМЕФЛЙ ПДОПЧТЕНЕООП ЧЩИПДЙФ ВПМШЫПЕ ЛПМЙЮЕУФЧП ЧЙТЙПОПЧ. рП ЧЪТЩЧОПНХ ФЙРХ ЧЩИПДСФ ЙЪ ЛМЕФЛЙ РТПУФП ХУФТПЕООЩЕ ЧЙТХУЩ, ОЕ ЙНЕАЭЙЕ УХРЕТЛБРУЙДБ. чФПТПК ФЙР - РПЮЛПЧБОЙЕ, РТЙУХЭ ЧЙТХУБН, ЙНЕАЭЙН УХРЕТЛБРУЙД. уОБЮБМБ ПВТБЪПЧБЧЫЙКУС ОХЛМЕПЛБРУЙД ФТБОУРПТФЙТХЕФУС Л ЛМЕФПЮОЩН НЕНВТБОБН, Ч ЛПФПТЩЕ ХЦЕ ЧУФТПЕОЩ ЧЙТХУУРЕГЙЖЙЮЕУЛЙЕ ВЕМЛЙ. ъБФЕН ОБЮЙОБЕФУС ЧЩРСЮЙЧБОЙЕ ЬФЙИ ХЮБУФЛПЧ. уЖПТНЙТПЧБЧЫБСУС РПЮЛБ ПФДЕМСЕФУС ПФ ЛМЕФЛЙ Ч ЧЙДЕ УМПЦОП ХУФТПЕООПЗП ЧЙТХУБ. рТЙ ЬФПН ЛМЕФЛБ УРПУПВОБ ДМЙФЕМШОП УПИТБОСФШ ЦЙЪОЕУРПУПВОПУФШ Й РТПДХГЙТПЧБФШ ЧЙТХУОПЕ РПФПНУФЧП.
лТПНЕ РТПДХЛФЙЧОПЗП ФЙРБ ЧЪБЙНПДЕКУФЧЙС ЧЙТХУБ Й ЛМЕФЛЙ ЧПЪНПЦОП ЙОФЕЗТБФЙЧОПЕ УПУХЭЕУФЧПЧБОЙЕ ЙМЙ ЧЙТПЗЕОЙС. чЙТПЗЕОЙС ИБТБЛФЕТЙЪХЕФУС ЙОФЕЗТБГЙЕК (ЧУФТБЙЧБОЙЕН) ОХЛМЕЙОПЧПК ЛЙУМПФЩ ЧЙТХУБ Ч ЗЕОПН ЛМЕФЛЙ, Б ФБЛЦЕ ТЕРМЙЛБГЙЕК Й ЖХОЛГЙПОЙТПЧБОЙЕН ЧЙТХУОПЗП ЗЕОПНБ ЛБЛ УПУФБЧОПК ЮБУФЙ ЗЕОПНБ ЛМЕФЛЙ. дМС ЙОФЕЗТБГЙЙ У ЛМЕФПЮОЩН ЗЕОПНПН ОЕПВИПДЙНП ЧПЪОЙЛОПЧЕОЙЕ ЛПМШГЕЧПК ЖПТНЩ ДЧХОЙФЕЧПК дол ЧЙТХУБ. чУФТПЕООБС Ч УПУФБЧ ИТПНПУПНЩ ЛМЕФЛЙ ЧЙТХУОБС дол ОБЪЩЧБЕФУС РТПЧЙТХУПН. рТПЧЙТХУ ТЕРМЙГЙТХЕФУС Ч УПУФБЧЕ ИТПНПУПНЩ Й РЕТЕИПДЙФ Ч ЗЕОПН ДПЮЕТОЙИ ЛМЕФПЛ, Ф.Е. УПУФПСОЙЕ ЧЙТПЗЕОЙЙ ОБУМЕДХЕФУС. рПД ЧМЙСОЙЕН ОЕЛПФПТЩИ ЖЙЪЙЮЕУЛЙИ ЙМЙ ИЙНЙЮЕУЛЙИ ЖБЛФПТПЧ РТПЧЙТХУ НПЦЕФ РЕТЕИПДЙФШ Ч БЧФПОПНОПЕ УПУФПСОЙЕ У ТБЪЧЙФЙЕН РТПДХЛФЙЧОПЗП ФЙРБ ЧЪБЙНПДЕКУФЧЙС У ЛМЕФЛПК. дПРПМОЙФЕМШОБС ЗЕОЕФЙЮЕУЛБС ЙОЖПТНБГЙС РТПЧЙТХУБ РТЙ ЧЙТПЗЕОЙЙ УППВЭБЕФ ЛМЕФЛЕ ОПЧЩЕ УЧПКУФЧБ, ЮФП НПЦЕФ ВЩФШ РТЙЮЙОПК ТБЪЧЙФЙС ПРХИПМЕК, БХФПЙННХООЩИ Й ИТПОЙЮЕУЛЙИ ЪБВПМЕЧБОЙК. оБ УРПУПВОПУФЙ ЧЙТХУПЧ Л ЙОФЕЗТБГЙЙ У ЗЕОПНПН ЛМЕФЛЙ ПУОПЧБОЩ РЕТУЙУФЕОГЙС (ПФ МБФ. persisto - РПУФПСООП РТЕВЩЧБФШ, ПУФБЧБФШУС) ЧЙТХУПЧ Ч ПТЗБОЙЪНЕ Й ТБЪЧЙФЙЕ РЕТУЙУФЕОФОЩИ ЧЙТХУОЩИ ЙОЖЕЛГЙК. оБРТЙНЕТ, ЧЙТХУ ЗЕРБФЙФБ ч УРПУПВЕО ЧЩЪЩЧБФШ РЕТУЙУФЙТХАЭЙЕ РПТБЦЕОЙС У ТБЪЧЙФЙЕН ИТПОЙЮЕУЛПЗП ЗЕРБФЙФБ Й ЮБУФП ПРХИПМЕК РЕЮЕОЙ.
лХМШФЙЧЙТПЧБФШ ЧЙТХУЩ НПЦОП ФПМШЛП ОБ ВЙПМПЗЙЮЕУЛЙИ НПДЕМСИ: Ч ПТЗБОЙЪНЕ МБВПТБФПТОЩИ ЦЙЧПФОЩИ, Ч ТБЪЧЙЧБАЭЙИУС ЛХТЙОЩИ ЬНВТЙПОБИ Й ЛХМШФХТБИ ЛМЕФПЛ.

нЕФПДЩ ЛХМШФЙЧЙТПЧБОЙС Й ЙОДЙЛБГЙЙ ЧЙТХУПЧ

лХМШФЙЧЙТПЧБОЙЕ ЧЙТХУПЧ Ч ПТЗБОЙЪНЕ МБВПТБФПТОЩИ ЦЙЧПФОЩИ .

чЩВПТ ЬЛУРЕТЙНЕОФБМШОЩИ ЦЙЧПФОЩИ ПРТЕДЕМСЕФУС ГЕМША ТБВПФЩ Й ЧЙДПЧПК ЮХЧУФЧЙФЕМШОПУФША Л ЙЪХЮБЕНПНХ ЧЙТХУХ. дМС ЪБТБЦЕОЙС ЙУРПМШЪХАФ ПВЕЪШСО, ЛТПМЙЛПЧ, НПТУЛЙИ УЧЙОПЛ, ИПНСЮЛПЧ, ВЕМЩИ ЛТЩУ Й НЩЫЕК.
мБВПТБФПТОЩИ ЦЙЧПФОЩИ ЪБТБЦБАФ ТБЪМЙЮОЩНЙ УРПУПВБНЙ Ч ЪБЧЙУЙНПУФЙ ПФ ФТПРЙЪНБ ЧЙТХУБ Л ПРТЕДЕМЕООЩН ФЛБОСН. фБЛ, ОБРТЙНЕТ, ДМС ЛХМШФЙЧЙТПЧБОЙС ОЕКТПФТПРОЩИ ЧЙТХУПЧ ЪБТБЦЕОЙЕ РТПЙЪЧПДСФ РТЕЙНХЭЕУФЧЕООП Ч НПЪЗ (ЧЙТХУЩ ВЕЫЕОУФЧБ, ЛМЕЭЕЧПЗП ЬОГЕЖБМЙФБ Й ДТ.), ЛХМШФЙЧЙТПЧБОЙЕ ТЕУРЙТБФПТОЩИ ЧЙТХУПЧ ПУХЭЕУФЧМСЕФУС РТЙ ЙОФТБОБЪБМШОПН ЙОЖЙГЙТПЧБОЙЙ ЦЙЧПФОЩИ (ЧЙТХУЩ ЗТЙРРБ), ДЕТНБФПФТПРОЩИ (ЧЙТХУ ПУРЩ) - РХФЕН ОБЛПЦОПЗП Й ЧОХФТЙЛПЦОПЗП ЪБТБЦЕОЙС. оБЙВПМЕЕ ЮБУФП ЙУРПМШЪХАФУС ОБЛПЦОПЕ, ЧОХФТЙЛПЦОПЕ, ЧОХФТЙНЩЫЕЮОПЕ, ЧОХФТЙВТАЫЙООПЕ Й ЧОХФТЙНПЪЗПЧПЕ ЪБТБЦЕОЙЕ.
рТЙ РЕТЧЙЮОПН ЪБТБЦЕОЙЙ ЦЙЧПФОЩЕ НПЗХФ ОЕ ЪБВПМЕФШ, РПЬФПНХ ЮЕТЕЪ 5-7 ДОЕК ЧОЕЫОЕ ЪДПТПЧЩИ ЦЙЧПФОЩИ ХВЙЧБАФ, Б ЙЪ ЙИ ПТЗБОПЧ ЗПФПЧСФ УХУРЕОЪЙЙ, ЛПФПТЩНЙ ЪБТБЦБАФ УМЕДХАЭЙЕ РБТФЙЙ ЦЙЧПФОЩИ. ьФЙ РПУМЕДПЧБФЕМШОЩЕ ЪБТБЦЕОЙС ОБЪЩЧБАФУС `РБУУБЦБНЙ'.
йОДЙЛБГЙА, Ф.Е. ПВОБТХЦЕОЙЕ ЖБЛФБ ТБЪНОПЦЕОЙС ЧЙТХУБ, ХУФБОБЧМЙЧБАФ ОБ ПУОПЧБОЙЙ ТБЪЧЙФЙС ФЙРЙЮОЩИ РТЙЪОБЛПЧ ЪБВПМЕЧБОЙС, РБФПНПТЖПМПЗЙЮЕУЛЙИ ЙЪНЕОЕОЙК ПТЗБОПЧ Й ФЛБОЕК ЦЙЧПФОЩИ ЙМЙ РПМПЦЙФЕМШОПК ТЕБЛГЙЙ ЗЕНБЗЗМАФЙОБГЙЙ (тзб). тзб ПУОПЧБОБ ОБ УРПУПВОПУФЙ ОЕЛПФПТЩИ ЧЙТХУПЧ ЧЩЪЩЧБФШ БЗЗМАФЙОБГЙА (УЛМЕЙЧБОЙЕ) ЬТЙФТПГЙФПЧ ТБЪМЙЮОЩИ ЧЙДПЧ ЦЙЧПФОЩИ, РФЙГ Й ЮЕМПЧЕЛБ ЪБ УЮЕФ РПЧЕТИОПУФОПЗП ЧЙТХУОПЗП ВЕМЛБ - ЗЕНБЗЗМАФЙОЙОБ.ч ОБУФПСЭЕЕ ЧТЕНС ЙУРПМШЪПЧБОЙЕ ЦЙЧПФОЩИ ДМС ЛХМШФЙЧЙТПЧБОЙС ЧЙТХУПЧ ПЗТБОЙЮЕОП.

лХМШФЙЧЙТПЧБОЙЕ ЧЙТХУПЧ Ч ЛХТЙОЩИ ЬНВТЙПОБИ .

вПМШЫЙОУФЧП ЙЪЧЕУФОЩИ ЧЙТХУПЧ ПВМБДБАФ УРПУПВОПУФША ТБЪНОПЦБФШУС Ч ЛХТЙОПН ЬНВТЙПОЕ (ТЙУ.4). йУРПМШЪХАФ ЬНВТЙПОЩ Ч ЧПЪТБУФЕ ПФ 8 ДП 14 ДОЕК Ч ЪБЧЙУЙНПУФЙ ПФ ЧЙДБ ЧЙТХУБ, УРПУПВБ ЪБТБЦЕОЙС Й ЪБДБЮ ЙУУМЕДПЧБОЙС. чЙТХУЩ ЗТЙРРБ ЛХМШФЙЧЙТХАФУС Ч 9-10, ПУРПЧБЛГЙОЩ - Ч 12, РБТПФЙФБ - Ч 7-ДОЕЧОЩИ ЛХТЙОЩИ ЬНВТЙПОБИ. тБЪНОПЦЕОЙЕ ЧЙТХУБ Ч ЛХТЙОЩИ ЬНВТЙПОБИ РТПЙУИПДЙФ Ч ТБЪОЩИ ЮБУФСИ ЪБТПДЩЫБ, ЮФП УЧСЪБОП У ПУПВЕООПУФСНЙ ФТПРЙЪНБ ЧЙТХУБ. нЕФПДЙЛХ ЧЩТБЭЙЧБОЙС ЧЙТХУБ Ч ЛХТЙОПН ЬНВТЙПОЕ ЫЙТПЛП ЙУРПМШЪХАФ РТЙ РТПНЩЫМЕООПН ЛХМШФЙЧЙТПЧБОЙЙ.

тЙУ. 4. уФТПЕОЙЕ ЛХТЙОПЗП ЬНВТЙПОБ Й УРПУПВЩ ЕЗП ЪБТБЦЕОЙС: 1 - Ч БНОЙПО; 2 - Ч БММБОФПЙУОХА РПМПУФШ; 3 - Ч ЦЕМФПЮОЩК НЕЫПЛ. (нЙЛТПВЙПМПЗЙС Й ЙННХОПМПЗЙС. рПД ТЕДБЛГЙЕК чПТПВШЕЧБ б.б. - н. - 1999).

Подкожное заражение. Материал вводят в складку кожи, которую захватывают пальцами на спине, у корня хвоста (мышь), на животе (морские свинки, кролики). Прокалывают складку иглой, вводят иглу примерно наполовину, медленно впрыскивают материал. После этого отпускают складку кожи, накладывают на иглу кусочек ваты и быстро вынимают иглу. Во избежание выхода инъецированной жидкости иглу вынимают под углом 45º. Место введения обрабатывают спиртом.

Накожное заражение. На участок кожи, лишенный шерсти и продезинфицированный наносят царапину с помощью иглы или скарификатора. На царапину капают каплю заразного материала и втирают его в кожу шпателем или стеклянной палочкой.

Внутрикожное заражение. Накануне введения шерсть на боку или спине животного (кролики, морские свинки) подстригают, а затем выбривают. Тонкую иглу вводят острым углом в приподнятую складку кожи под эпидермис. Жидкость вводят в объеме 0,1-0,2 мл, при этом используют туберкулиновый шприц. В результате на месте введения поверхностный слой эпидермиса приподнимается в виде бугорка.

Внутримышечное заражение. Материал вводят длинной иглой глубоко в мышцу бедра, а у птиц – в мышцу груди.

Внутривенное заражение. Для этого способа заражения у кроликов используют краевую вену уха, у морских свинок – ушную и яремную, у кошек и собак – яремную и бедренную, у мышей и крыс – хвостовую вену, причем перед впрыскиванием хвост животных погружают в теплую воду, чтобы вызвать гиперемию. Место введения дезинфицируют, тщательно протирают ксилолом для набухания вены. Материал вводят тонкой иглой по направлению тока крови.

Внутрибрюшинное (интраперитонеальное) заражение. Животное держат вниз головой, чтобы внутренности брюшной полости опустились к диафрагме. При этом образуется свободное место для иглы. Укол делают в нижней трети живота, но не слишком низко. Это уменьшает опасность повреждения отдельных участков кишечника, мочевого пузыря и половых органов. Место инъекции дезинфицируют, берут складку кожи как при подкожном заражении, вводят в нее иглу, поворачивают под прямым углом и быстрым толчком прокалывают брюшную стенку. При таком способе заражения можно ввести большое количество заразного материала.

Заражение через пищеварительный тракт (пероральное). Наиболее простым способом является смешивание исследуемого материала или микробной взвеси с кормом, однако при этом нельзя учесть дозу инфекта. Более точные результаты получают при закапывании материала пипеткой через рот. При этом животное фиксируют в вертикальном положении, надавливанием пальцами на щеки или пинцетом открывают рот и медленно капают, давая проглотить каждую каплю. Для данного метода заражения используют также тонкий зонд, который вводят через нос. На наружный конец зонда надевают шприц. Это также позволяет дозировать вводимый материал. Мелких животных заражают при помощи шприца, на который надевают иглу с утолщением на конце в виде оливы.

Заражение через нос (интраназальное). Производят закапывание материала в нос пипеткой или иглой, надетой на шприц. Лучше такое заражение осуществлять под легким наркозом.

Внутричерепное (интрацеребральное) заражение. Мышей и крыс заражают как под наркозом так и без него. Заразный материал вводят на расстоянии 1-2 мм от точки пересечения средней линии черепа с линией, соединяющей наружные углы глаз. Место укола дезинфицируют. Для заражения используют туберкулиновый шприц с тонкой иглой. Кроликов и морских свинок заражают путем прокола тонкой кости в области надглазничной борозды. Испытуемый материал необходимо вводить медленно, чтобы не вызвать резкого повышения внутричерепного давления и предупредить обратный выход вводимого материала. У крупных животных производят трепанацию черепа.

Заражение через глаз (интроокулярное) можно проводить различными способами. Заражение через конъюктиву кролику или морской свинке проводят в задний угол глаза, капая одну каплю материала из пипетки.

При субконъюктивальном заражении тонкой иглой вводят 0,2-0,5 мл материала под конъюктиву. Образуется небольшой пузырек, который быстро рассасывается.

Заражение через прямую кишку (перректальное). Заражение производят путем введения заразного материала, суспендированного в физиологическом растворе, имеющем температуру тела, при помощи клизмы.

ВИРУСОЛОГИЧЕСКИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ , комплекс методов исследования, позволяющих распознать этиологию вирусного заболевания и изучить его возбудителя.

Осн. этапами В. и. являются выделение вируса от больных и павших животных (взятие, консервирование, пересылка и подготовка материала, заражение им животных, куриных эмбрионов, культуры клеток); титрование вирусов для определения их кол-ва в исследуемых материалах; культивирование вирусов на восприимчивых домашних и лабораторных животных, особенно на развивающихся куриных эмбрионах и культурах тканей (гл. обр. первичнотрипсинизированных).

С помощью морфологич. методов выявляют элементарные тельца, внутриклеточные включения (напр., Бабеша — Негри при бешенстве, Боллингера при оспе птиц). Иммунохимич. методы (гл. обр. метод флуоресцирующих антител) позволяют определить специфич. вирусный антиген в заражённых [зараженных] клетках тканевой культуры или органов и тканей инфицир. животных. С помощью серологич. методов проводят видовую и группоспецифич. идентификацию вируса и антител в сыворотках переболевших животных. С этой целью используют реакции нейтрализации, РСК, реакцию гемагглютинации, задержки гемагглютинации, диффузионной преципитации, торможения гемадсорбции. Реакция нейтрализации позволяет улавливать антигенные различия сходных между собой вирусов даже в пределах одноимённой [одноименной] группы. РСК применяют для обнаружения вирусных антигенов в материалах от больных и павших животных, идентификации выделенного вируса, изучения антигенных связей между различными вирусами и определения антител у переболевших животных. Реакции гемагглютинации и задержки гемагглютинации широко применяют в В. и. для диагностич. целей и типирования возбудителей болезни Ньюкасла, гриппа птиц, парагриппа и нек-рых аденовирусов; непрямую реакцию гемагглютинации используют для выявления адено- и миксовирусов, хламидий. Реакцией прицепитации в агаре изучают антигенную структуру вирусов, выявляют антитела в сыворотке и антигены в исследуемом материале. Реакцию гемадсорбции применяют для предварительной индикации и титрования вирусов в культуре клеток, особенно тех, к-рые не вызывают цитопатич. действия. Гемадсорбция наступает раньше проявления цитопатогенного действия, поэтому её [ее] используют как ранний метод предварительной индикации вирусов. Гемадсорбция островковая (адсорбция эритроцитов на отдельных участках монослоя клеток) типична для гриппа свиней, эпидемич. паротита; диффузная (адсорбция эритроцитов на клетках всего монослоя)— для классич. чумы кур, болезни Ньюкасла, афр. чумы свиней и др. Методы очистки и концентрации вирусов используют при изучении физич., химич. и морфологич. свойств вирусов. Фазовые системы, образованные полимерами, используют для концентрации вирусов из больших объёмов [объемов] вируссодержащих жидкостей, выделения нуклеиновых к-т вирусов. Радиобиологич. методы применяют в В. и. для изучения распределения и локализации вирусов (антител) в организме и особенно для изучения процессов онтогенеза вирусов. С помощью электронной микроскопии обнаруживают вирионы в исследуемом материале и специфич. конгломераты вирусов и антител (иммунная электронная микроскопия). Иммуноэлектроосмофорез обусловлен одновременным встречным движением в геле агара антигена и антитела в результате разной величины электрич. заряда с образованием комплекса антиген — антитело в виде линии преципитации и последующей его денатурацией. Метод применяют при изучении антигенной структуры вируса. Изоэлектрич. фокусирование основано на способности белков переходить в инертное (в отношении электрофоретич. подвижности), а затем агрегированное состояние в изоэлектрич. точке. Метод применяют для изучения белков вирусов. При иммуноферментативном методе происходит присоединение фермента к антителам с последующим образованием комплекса фермент — антитело — антиген, к-рый выявляют в клетке с помощью цитохимич. реакции на фермент (пероксидазу, щелочную и кислую фосфотазу, глюкозооксидазу). Метод используют с диагностич. целью для выявления вирусных антигенов в культурах клеток, мазках-отпечатках, криостатных срезах, а также для изучения тонкой структуры антигенов вируса, патогенеза вирусных болезней и др. См. также Вирусоскопия .

Лит.: Тихоненко Т. И., Методические основы биохимии вирусов, М., 1973, с. 152—58; Лабораторная диагностика вирусных и риккетсиозных заболеваний, пер. с англ., ред. Э. Леннет и Н. Шмидт, М., 1974.

2. Методы индикации при заражении лабораторных животных.

3. Методы идентификации вирусов при заражении лабораторных животных.

4. Список литературы.

и экспериментальная инфекция

Методы исследования, связанные с применением животных, называются биологическими, или экспериментальными, а используемые для этой цели животные – экспериментальными, или лабораторными. Наиболее широко в микробиологических лабораториях используют кроликов, морских свинок, белых мышей и крыс.

Лабораторные животные являются донорами, у которых систематически берут кровь для получения сыворотки, плазмы, эритроцитов, лейкоцитов, необходимых при постановке многих серологических реакций и для приготовления кровяных питательных сред. Лабораторные животные служат также для диагностики некоторых инфекционных заболеваний, моделирования экспериментальных острых и хронических инфекционных процессов, установления вирулентности и токсигенности изучаемых штаммов микробов, определения активности приготовленных вакцин и исследования их на безвредность.

Способы заражения лабораторных животных

В зависимости от цели исследования пользуются различными способами заражения: внутрикожным, подкожным, внутримышечным, внутрибрюшинным, внутривенным, пероральным или интраназальным. При перечисленных способах, за исключением перорального и интраназанального, заражение осуществляется с помощью шприца.

Техника взятия у лабораторных животных крови

и получение из нее отдельных ингредиентов

Небольшое количество крови получают у кроликов, морских свинок из вен уха, у мышей и крыс – из вен хвоста, а большие количества – из сердца. В особых случаях прибегают к полному или тотальному, обескровливанию, после которого животное погибает.

Выделение вирусов на лабораторных животных

В настоящее время лабораторные животные применяются сравнительно редко для выделения вирусов из инфекционного материала. Этот метод почти полностью заменен выделением вирусов в культурах клеток и развивающихся куриных эмбрионах, поскольку это более экономично, менее трудоемко и позволяет быстро учитывать результаты исследования.

МЕТОДЫ ИДЕНТИФИКАЦИИ ВИРУСОВ

Для индикации вирусов в инфекционном материале могут быть использованы следующие методы.

1. Микроскопические: а) вирусоскопия; б) обнаружение внутриклеточных включений; в) метод иммунофлюорисценции.
2. Биологические, включающие выделение вирусов: а) в культурах клеток;

б) в развивающихся куриных эмбрионах; в) на лабораторных животных.

1. Методы гемагглютинации и гемадсорбции: а) реакция гемагглютинации;

б) реакция гемадсорбции.

Идентификация вирусов осуществляется с помощью серологических методов, включающих: а) реакцию торможения гемагглютинации; б) реакцию задержки гемадсорбции и нейтрализации с учетом результатов по гемадсорбции; в) реакцию связывания комплемента; г) реакцию нейтрализации; д) реакцию преципитации в теле; е) метод иммунофлюоресценции.

Микроскопические методы. Вирусоскопия. С помощью светового микроскопа могут быть обнаружены только крупные вирусы, размеры которых превышают 150 нм. Распознавание вирусов, имеющих меньшие размеры, возможно лишь в электронном микроскопе.

Для выявления крупных вирусов может применяться световая, фазово-контрастная и люминесцентная микроскопия. Наиболее часто используют световую микроскопию окрашенных мазков и отпечатков. Наилучшим методом окраски для выявления вирусов является серебрение по Морозову. Метод основан на осаждении частиц серебра, что приводит к увеличению размеров вирусов. Для окраски по Морозову готовят мазки и отпечатки из инфекционного материала, источником которого чаще всего служит содержимое кожных высыпаний, мокрота, носоглоточная слизь. Вирусы окрашиваются в темно-коричневый цвет и имеют вид однородных округлых образований, расположенных по одиночке или в виде скоплений на светло-коричневом фоне препарата.

Вирусоскопия является быстрым ориентировочным методом лабораторной диагностики вирусных заболеваний. Однако она не позволяет установить точную природу возбудителя, и для его идентификации необходимы другие методы исследования.

Воспроизведение инфекционного заболевания
на примере микобактериоза нелинейных лабораторных мышей

2.1. Выбор вида лабораторного животного

Размер животных. Очевидно, что экономически более выгодно использовать для экспериментов мелких животных. Мелкое животное занимает меньше места в виварии, потребляет меньше корма, образует меньше зараженных биологических отходов, которые необходимо утилизировать, на него расходуется меньше реактивов и исследуемых препаратов. По данным И.П. Западнюка с соавт. [15], вес молодой собаки составляет 19–28 кг, кролика – 2,5–4, кошки – 1,8–2,5 кг, живая масса морской свинки – 650–800 г, белой крысы – 210–340 г, золотистого хомячка – 120–140 г, белой мыши – 20–28 г, мыши-малютки – 5–6 г. Таким образом, масса одного кролика, например, соответствует массе более 100 мышей.

Эксперименты по моделированию микобактериоза проводят на животных разных размеров, включая коз [19, 56], овец [8, 45], коров [22]. Однако использование мелких животных позволяет проводить эксперименты на многочисленных группах животных, что повышает достоверность результатов. Вскрытие мелких животных происходит быстрее и проще. Значительно сокращается время выполнения гистологических исследований, поскольку из мелкого органа можно изготовить гистологические срезы, проходящие через весь орган. Таким образом, отпадает необходимость исследования образцов, взятых из различных участков органа.

Одним из самых мелких лабораторных млекопитающих является мышь-малютка. Длина ее тела составляет 6–7 см. Однако из-за мелких размеров мышей-малюток на них сложно выполнять некоторые манипуляции, например внутривенные инъекции. Животными, мелкие размеры которых не препятствуют выполнению самых необходимых экспериментальных манипуляций, являются лабораторные мыши. Мышам можно вводить исследуемые вещества орально, интраназально, ректально, накожно, внутрикожно (до 0,05 мл), подкожно, внутримышечно, внутривенно, внутрибрюшинно, внутрисердечно, интрацеребрально, в мочевой пузырь. У мышей можно повторно брать кровь без умертвления, измерять артериальное давление, температуру тела, регистрировать дыхание [15]. В наших экспериментах мыши легко переносили неоднократные внутрижелудочные введения препаратов, поскольку их пищевод выстлан прочным ороговевающим эпителием.

Литературные данные о попытках моделирования микобактериоза на разных видах животных малочисленны. В силу сходства микобактериоза с туберкулезом [32], вероятно, наиболее простым путем получения микобактериоза в эксперименте будет использование тех видов животных, которые наиболее чувствительны к возбудителям инфекционных заболеваний, и в частности туберкулеза.

Сопротивляемость животных инфекциям в значительной степени зависит от содержания в крови пропердина, который инактивирует микроорганизмы в присутствии комплемента и ионов магния. Среди лабораторных животных наименьшее количество пропердина содержится в сыворотке крови морских свинок (1–2 ед./мл). При этом морские свинки наиболее чувствительны к возбудителю туберкулеза. Благодаря этому качеству морских свинок широко используют для изучения туберкулеза. У кролика титр пропердина примерно равен его содержанию у человека (4–8 ед./мл). У мышей содержание пропердина составляет 10–20 ед./мл. Больше всего пропердина содержит сыворотка крови крыс (20–50 ед./мл). Крысы обладают высокой устойчивостью к инфекционным заболеваниям [15].

Наряду с морскими свинками для изучения туберкулеза используют голубей, мышей, собак, крыс [15, 58]. Имеются данные, свидетельствующие о преимуществе выбора крыс в качестве модели туберкулеза перед собаками [41]. Высокой чувствительностью к возбудителю туберкулеза бычьего и человеческого видов обладает полевка рыжая. Для изучения туберкулеза и лепры используют хомячков. При плохих условиях содержания в вивариях (плохое кормление, простудные заболевания) туберкулезом заболевают собаки, кошки, но особенно часто морские свинки [15].

Таким образом, наибольшей чувствительностью к НТМ среди распространенных лабораторных животных, вероятно, должны обладать морские свинки. Однако попытки заражения морских свинок и мышей НТМ показали, что без использования дополнительных средств подавления иммунитета либо особых способов заражения заболевание, как правило, не развивается. В случае возникновения патоморфологических изменений они претерпевают обратное развитие в течение 30–60 дней после заражения [4, 32, 39].

Высокой чувствительностью к НТМ, вероятно, обладают овцы. Существуют данные, что при заражении овец M. scrofulacaeum возникают патоморфологические изменения, сходные с туберкулезными [8, 39].

Крупный рогатый скот, видимо, может служить моделью микобактериоза, поскольку его нередко обнаруживают у животных при обследовании хозяйств. Так, по данным Ю.А. Воеводиной, распространенность микобактериоза в стадах Вологодской области составляет от 0,8 до 2,7% [9]. Нам удалось найти лишь одно сообщение об экспериментальном воспроизведении микобактериоза у коров. В данном эксперименте был получен мастит, вызванный инъекцией в вымя M. fortuitum [22].

Безопасность для исследователя. Микобактерии являются высококонтагиозными внутриклеточными паразитами, способными длительное время сохраняться в организме хозяина. Большинство видов НТМ при определенных условиях могут вызывать заболевания у человека и животных. Лишь для немногих видов НТМ нет сведений об их патогенности [62]. Заболевание, как правило, имеет длительный инкубационный период (до 12 мес.). Его начало не сопровождается заметным ухудшением самочувствия, одним из признаков микобактериоза является отсутствие болезненности в очагах поражения [43]. Учитывая высокую контагиозность и потенциальную патогенность микобактерий, вопросам безопасности следует уделить пристальное внимание.

Источником заражения исследователя и окружающих могут стать выделения животных, подстилка, загрязненный корм. Мелкие животные образуют меньше зараженных продуктов жизнедеятельности.

Немаловажным вопросом при работе с высококонтагиозными возбудителями является способность животного травмировать экспериментатора. По данным И.П. Западнюка с соавт. [15], спокойными, миролюбивыми животными являются кролики, морские свинки, золотистые хомячки, белые мыши. Кусать экспериментатора могут неприрученные крысы.

В нашей практике мы отдаем предпочтение мышам и морским свинкам. В условиях вивария многочисленные животные редко бывают прирученными. Неприрученные золотистые хомячки, обладая быстрой реакцией, легко прокусывают палец экспериментатора в резиновой перчатке. Крысы после первой болезненной процедуры (например, инъекции) оказывают сопротивление при последующих манипуляциях. Кролики – неагрессивные, но сильные животные. Определенные сложности вызывает работа с инфицированными птицами. От их перьев отделяется большое количество мельчайших частиц, которые могут свободно находиться в воздухе. Особенно много таких частиц образуется при убое и вскрытии. Взмахами крыльев птица поднимает в воздух пыль, находящуюся в подстилке.

Мышь в силу мелких размеров менее способна к сопротивлению экспериментатору. Для защиты пальцев от укуса мыши достаточно наклеить на перчатку слой лейкопластыря. По нашему мнению, безопасность исследователя и окружающих проще обеспечить при работе с лабораторными мышами.

Особенности разведения животных. Морские свинки обладают рядом качеств, ценных для моделирования инфекционных заболеваний. Они имеют небольшие размеры, неагрессивны, высокочувствительны к инфекциям. Однако существенным недостатком морских свинок является низкая скорость размножения. Этот недостаток особенно ощутим при планировании эксперимента с большим количеством животных. Низкая скорость размножения морских свинок становится наиболее заметной при сравнении их с мышами. Беременность у морских свинок длится от 60 до 72 дней (у мышей 19–21 день). Беспокойство самки морской свинки во время беременности может вызвать аборт. Пригодными для разведения морские свинки становятся в возрасте не моложе 9–10 мес. (мыши – 2–3 мес.). Помет у морской свинки обычно состоит из 2–3 детенышей (у мышей – 5–9, а в год бывает до 9 пометов). Детеныши морской свинки становятся пригодными для эксперимента в возрасте 6 мес. (мыши – 3 мес.).

Для экспериментов с контролируемой диетой недостатком морских свинок может стать их потребность в свежем зеленом корме [15], количество и качество которого контролировать сложнее, чем состав гранулированного корма. Лабораторные мыши менее чувствительны к отсутствию свежего зеленого корма.

Таким образом, при необходимости получения в короткий срок большого количества животных, а также проведении эксперимента с контролируемой диетой лабораторные мыши являются более удобными животными.

Особенности лабораторных мышей. Благодаря удачному сочетанию ценных для исследователя качеств лабораторные мыши наиболее востребованы. Среди всех лабораторных животных их доля составляет 70%. Мыши являются наиболее подходящим объектом для стандартизации вакцин и сывороток, определения токсичности химических и биологических веществ, они незаменимы при диагностике вирусных и других инфекционных заболеваний [15]. Мыши незаменимы при изучении патогенеза и моделировании инфекционных заболеваний [46].

В экспериментах используют как нелинейных (беспородных), так и линейных мышей. В настоящее время выведены сотни линий мышей. Некоторые из них имеют наследственные дефекты иммунной системы, что позволяет использовать их для моделирования заболеваний, вызываемых слабопатогенными возбудителями. В частности, линию Beige используют для моделирования острых микобактериальных инфекций, вызванных M. avium, M. chelonei, M. fortuitum, M. kansasii и др. [49]. Бестимусных мышей (Nude) используют для оценки эффективности антимикробной терапии микобактериоза [50]. У новозеландских белых мышей (NZW) выявлена чувствительность к M. avium [47].

Использование линейных животных, отличающихся генетической однородностью, позволяет получать в экспериментах более однородные результаты, которые при статистической обработке дают больший уровень значимости.

Однако не только высокие требования к условиям эксперимента сдерживают широкое использование линейных животных. Линейные животные могут обладать выраженными индивидуальными реакциями на определенный раздражитель, которые осложняют перенесение результатов эксперимента на гетерозиготные популяции. Для преодоления этого недостатка рекомендуют использовать большое число различных генотипов, т.е. проводить опыты на мышах нескольких линий и гибридов, а завершающие эксперименты проводить на животных контрастных линий [15, 44]. Данное требование еще больше затрудняет и без того сложную работу с линейными животными.

Несмотря на сложности, линейных лабораторных мышей используют для моделирования микобактериоза. По причине низкой патогенности НТМ используют мышей с наследственным иммунодефицитом. Существует несколько таких линий, сравнительный анализ которых выявил ряд различий между ними [57]. Следовательно, при моделировании микобактериоза на мышах данных линий каждая модель будет иметь свои особенности, которые могут отличать полученное заболевание от микобактериоза, возникающего в гетерозиготных популяциях. Вероятно, для более полного изучения микобактериоза следует использовать не только линейных животных, но и гетерозиготных.

Перечисленные факты свидетельствуют о том, что нелинейные лабораторные мыши являются привлекательным объектом для моделирования микобактериоза. Они неприхотливы, доступны, относительно безопасны, их легко разводить, на них можно выполнять основные экспериментальные манипуляции, они в значительной степени подвержены инфекционным заболеваниям, их чувствительность к инфекциям схожа с чувствительностью человека.

Работы по моделированию микобактериоза на нелинейных лабораторных мышах проводились в лаборатории туберкулеза ГНУ ИЭВСиДВ Россельхозакадемии. В ходе работ мышей заражали M. avium, M. smegmatis, M. fortuitum . Были опробованы подкожный и внутривенный способы заражения, различные дозы заражения. Подавления иммунной системы мышей не проводилось. В ходе экспериментов обнаружено, что через месяц после заражения происходила элиминация возбудителя из организма животных, видимых невооруженным глазом патоморфологических изменений не возникало [4]. Таким образом, на данном этапе исследований установлено, что без дополнительного снижения резистентности нелинейных мышей при указанных способах заражения воспроизвести микобактериоз не удается.