Bk вирус диагностика в россии

УДК: 616.61-036.22:578.7(047.3)(476), 578.4(047.3)(476)
Год издания: 2015

Разработка ПЦР тест-системы для диагностики BK вирусной инфекции

Следует отметить, что зарубежные тест-системы для генодиагностических исследований BK вирусной инфекции имеют достаточно высокую стоимость, что делает их мало доступными для практического здравоохранения. В этих условиях создание отечественной количественной ПЦР тест-системы для диагностики данной инфекции и оценки уровня вирусной нагрузки у пациентов является сегодня актуальной задачей.

Разработку осуществили в несколько этапов, начиная с подбора праймеров, и заканчивая определением аналитических характеристик тест-системы.

Исходя из биологии BK вируса и анализа научной литературы по данной проблеме разработано 2 набора праймеров и зондов, локализованных в различных регионах его генома. Праймеры подобраны к наиболее консервативным участкам генома BK вируса и обозначены как BK-VP3 и BK-T, так как локализованы в участках генома, кодирующих капсидный белок VP3 и большой Т-антиген.

Выполнена оптимизация реакции ПЦР, которая включала два этапа: оптимизацию состава реакционной смеси (ПЦР-буфер, концентрация MgCl₂) и подбор условий проведения реакции (температурный профиль и длительность каждого из сегментов цикла).

В качестве положительного контроля и количественного ДНК-стандарта для разработанной тест-системы на базе вектора pUC18 создана плазмида pBK-1,2VT, содержащая вставку размером 1228 пар оснований, кодирующая фрагменты-мишени для обоих наборов разработанных диагностических праймеров.

Концентрацию очищенного препарата плазмиды измеряли спектрофотометрически и определяли число молекул плазмиды. Из исходного препарата pBK-1,2VT готовили серию 10-кратных разведений с концентрацией ДНК от 1х10 6 до 1 ГЭ/мкл. Полученные разведения использовали в качестве матрицы в реакции с праймерами для изучения аналитической чувствительности тест-системы и приготовления ДНК-стандартов. Полученные результаты показали, что порог чувствительности набора в отношении BK вирусов был менее 10 копий/мкл. В качестве ДНК-стандартов выбраны две стандартные концентрации ДНК: 1х10 4 и 10 копий/мкл. Данные стандарты будут использованы как калибраторы при проведении количественной ПЦР для определения уровней ВК вирусной нагрузки в организме пациентов.

Изучение диагностической специфичности и чувствительности разработанной тест-системы проводили в параллельных исследованиях клинического материала - 46 проб клинического материала (24 пробы мочи и 22 пробы сыворотки крови), в которых ранее мультиплексной ПЦР с системой праймеров для выявления BK и JC вирусов было (в 8 пробах) или не было обнаружено (в 38 пробах) наличие ДНК BK и JC вирусов. При использовании созданной тест-системы BK вирус был выявлен во всех 8 положительных пробах. В установленных ранее 32 отрицательных пробах вирус не определялся.

Таким образом, разработанная тест-система для детекции ДНК BK вируса выявила все отобранные положительные и отрицательные пробы без ложноположительных и ложноотрицательных результатов, что указывает на ее 100% диагностическую чувствительность и специфичность.

В ходе полевых испытаний тест-системы с использованием 466 образцов клинического материала, полученного в период с 2011 по 2014 гг. от реципиентов почки, выявлено 42 положительных пробы с уровнем вирусной нагрузки, варьировавшей от 4,2х10 7 до 1,3х10 4 копий/мл.

Созданная ПЦР тест-система для количественного выявления ВК вируса в клиническом материале не имеет аналогов в Беларуси и сопредельных странах-членах ЕАЭС, что указывает на хорошие перспективы ее востребованности на отечественном и зарубежном рынках диагностических средств. Актуальность данной разработки очевидна в связи с активным развитием трансплантации органов и тканей в последние годы. Кроме того, она может найти широкое использование для диагностики полиомавирусных осложнений при ряде заболеваний, сопровождающихся иммунодефицитными состояниями, с целью количественной оценки уровня ВК вирусной нагрузки и коррекции проводимой терапии (например, в онкологии, при обследовании пациентов со СПИД и др.).

Область применения: лабораторная диагностика вирусных инфекций, трансплантология, онкология.
Рекомендации по использованию: разработанная тест-система рекомендуется для использования в специализированных лабораториях учреждений здравоохранения республки, занимающихся диагностикой вирусных инфекций.
Предложения по сотрудничеству: консультативная и техническая помощь по лабораторной диагностике полиомавирусных инфекций, молекулярному типированию, дифференциации возбудителей и биоинформационному анализу полученных результатов.

Аннотация научной статьи по фундаментальной медицине, автор научной работы — Дедюля Константин Леонидович, Амвросьева Тамара Васильевна, Поклонская Наталья Владимирована, Богуш Зоя Федоровна, Землянский Вячеслав Андреевич

Kit for diagnosis of BK virus infection by the real-time Polymerase Chain Reaction method (PCR)

The presented work comprises information about developed by Republic Scientific and Practical Center for Epidemiology and Microbiology the diagnostic kit for detection the BK virus DNA in clinical samples by the real-time Polymerase Chain Reaction method. Accomplished studies showed high level its diagnostic sensitivity and specificity. Suitability of developed kit for laboratory BK virus diagnosis was demonstrated.

J Тест-система для диагностики BK вирусной

!в инфекции человека методом полимеразной цепной

К.Л. Дедюля, Т.В. Амвросьева, Н.В. Поклонская, З.Ф. Богуш, В.А. Землянский, С.К. Лозюк

5 Минск, Республика Беларусь

Kit for diagnosis of BK virus infection by the real-time Polymerase Chain Reaction method (PCR)

K.L. Dziadziulia, T.V. Amvrosieva, N.V. Poklonskaya,Z.F. Bogush, V.A. Zemlianski,S.K. Loziuk

The Republican Research and Practical Center for Epidemiology and Microbiology, Minsk, Belarus, Republic of Belarus

Bibliographic description: Dziadziulia KL, Amvrosieva TV, Poklonskaya NV, Bogush ZF, Zemlianski VA, Loziuk SK. Kit for diagnosis of BK virus infection by the real-time Polymerase Chain Reaction method (PCR). Biopreparation (Biopharmaceuticals) 2015; (3): 58-60.

ВК вирус - один из представителей патогенных для человека возбудителей рода Poliomavirus, выделенный впервые в 1971 г. от реципиента почки, чьи инициалы были В.К. Серологические исследования показывают, что более 80% населения во всем мире ВК вируссеропозитивны [1]. Первичная инфекция протекает бессимптомно, хотя, в некоторых случаях, может сопровождаться слабыми респираторными проявлениями [1, 2]. Во время первичного инфицирования вирус распространяется по организму и остается в латентном состоянии. Основной мишенью персистентной ВК вирусной инфекции являются клетки почек и мочевыводящих путей. У пациентов с иммунодефицитом ее реактивация может приводить к почечной дисфункции в виде так называемой полиомавирус-ассоциированной нефропатии (ПВАН) у реципиентов после трансплантации почки, или к геморрагическому циститу после трансплантации костного мозга [3, 4].

Согласно современным представлениям о патогенезе ПВАН, активная вирусная репликация на 8 недель опережает развитие гистологичеких изменений в тканях почек. Исходя из этого, регулярный мониторинг уровней ВК вирусной ДНК в моче и крови пациентов является важным репрезентативным методом оценки динамики происходящего в организме инфекционного процесса с целью раннего установления диагноза и профилактики возможных тяжелых осложне-

ний инфекции 1. При этом оценка уровней вирурии дает представление о нарастании вирусной репликации в тканях почек, тогда как выявление вирусной нагрузки в крови (в случае виремии) является чувствительным и специфичным предиктором развития ПВАН, позволяющим провести своевременную коррекцию терапии и избежать негативных последствий в виде отторжения трансплантата. В связи с этим в развитых странах лабораторная диагностика ВК вирусной инфекции, основанная на количественной полимеразной цепной реакции (ПЦР), активно используется и является обязательной частью лабораторного обследования реципиентов после трансплантации органов и клеток, а также других пациентов из групп риска, получающих имуносупрессивную терапию.

с использованием импортных тест-систем в расчете на одного пациента является весьма значительной (не менее 1-2 тыс. евро в год). Данные обстоятельства, а также отсутствие производства аналогичных диагностических средств на территории России и других стран постсоветского пространства легли в основу инициации научно-исследовательских и биотехнологических работ по созданию отечественной количественной ПЦР тест-системы с использованием реактивов, реагентов и других комплектующих белорусского производства, не уступающих по качеству импортным, но имеющим более низкую стоимость.

1. Образцы мочи перед выделением нуклеиновых кислот разводились 1:1 транспортной средой для проб клинического материала, производства ФГУН ЦНИИ Эпидемиологии Ро-спотребнадзора.

3. Компьютерный анализ нуклеотидных последовательностей осуществляли с помощью программы MEGA 6.0 [5].

5. Диагностическую чувствительность разработанных тест-систем вычисляли по формуле: (количество положительных проб / количество истинно положительных проб) * 100%, диагностическую специфичность - по формуле: (количество отрицательных проб / количество истинно отрицательных проб) * 100%. В качестве истинно положительных и истинно отрицательных проб использовали пробы, оказавшиеся положительными или отрицательными при исследовании их ранее описанным в литературе методом ПЦР [6].

Результаты и обсуждение

Исходя из биологии BK вируса и анализа научной литературы по данной проблеме, разработано 2 набора праймеров

и зондов, локализованных в различных регионах его генома. Подбор праймеров и зондов проводили по результатам компьютерного анализа полногеномных нуклеотидных последовательностей BK вирусов из базы данных NCBI при помощи программы MEGA 6.0 [5]. Праймеры подобраны к наиболее консервативным участкам генома BK вируса. В результате выбраны два набора праймеров и зондов, обозначенных как BK-VP3 и BK-T, соответственно локализованных в участках генома, кодирующих капсидный белок VP3 и большой Т-антиген.

Выполнена оптимизация реакции ПЦР, которая включала два этапа: оптимизацию состава реакционной смеси (ПЦР-буфер, концентрация MgCl2) и подбор условий проведения реакции (температурный профиль и длительность каждого из сегментов цикла).

Проведена оценка эффективности ПЦР при независимом использовании каждого из наборов праймеров BK-VP3 и BK-T и их совместной работе в ПЦР-смеси. Полученные результаты показали, что оптимальным для детекции ВК вируса является использование варианта ПЦР в реальном времени с одновременным введением в реакционную смесь двух пар праймеров и двух меченых зондов, участвующих в двух параллельных процессах амплификации. В этих условиях диагностическая реакция отличалась значительно большей чувствительностью (рис. 1).

В качестве положительного контроля и количественного ДНК-стандарта для разработанной тест-системы на базе вектора pUC18 создана плазмида pBK-1,2VT, содержащая вставку размером 1228 пар оснований, кодирующую фрагменты-мишени для обоих наборов разработанных диагностических праймеров.

Рис. 1. Результаты исследования проб мочи с помощью ПЦР в реальном времени при независимом использовании каждого из наборов праймеров BK-VP3 и BK-T и их совместной работе в ПЦР-смеси.

Рис. 2. Результаты ПЦР в режиме реального времени серии 10-кратных разведений плазмиды pBK-1,2VT с концентрацией ДНК от 1х106 до 1 ГЭ/мкл.

Концентрацию очищенного препарата рекомбинантной плазмиды измеряли спектрофотометрически и определяли число молекул плазмиды. Плазмиду линеаризовали при помощи обработки рестриктазой HindШ и далее из исходного препарата рВК-1,2УТ готовили серию 10-кратных разведений с концентрацией ДНК от 1*10е до 1 ГЭ/мкл. Полученные разведения использовали в качестве матрицы в реакции с праймерами для изучения аналитической чувствительности тест-системы и приготовления ДНК-стандартов. Полученные результаты показали, что порог чувствительности набора в отношении ВК вирусов (рис. 2) был менее 10 ГЭ/мкл. В качестве ДНК-стандартов выбраны две стандартные концентрации ДНК: 1*104 и 10 ГЭ/мкл. Данные стандарты будут использованы как калибраторы при проведении количественной ПЦР для определения уровней ВК вирусной нагрузки в организме пациентов.

Изучение диагностической специфичности и чувствительности разработанной тест-системы проводили в параллельных исследованиях клинического материала - 46 проб клинического материала (24 проб мочи и 22 проб сыворотки крови), в которых ранее мультиплексной ПЦР с системой прай-меров для дифференциальной диагностики ВК и вирусов [6] было (в 8 пробах) или не было обнаружено (в 38 пробах) наличие ДНК ВК и вирусов. При использовании создаваемой тест-системы ВК вирус был выявлен во всех 8 положительных пробах. В установленных ранее 32 отрицательных пробах вирус не определялся.

Таким образом, разработанная тест-система для детекции ДНК ВК вируса выявила все отобранные положительные и отрицательные пробы без ложно-положительных и ложно-отрицательных результатов, что указывает на ее 100% диагностическую чувствительность и специфичность.

В ходе проведенных полевых испытаний тест-системы с использованием 466 образцов клинического материала, полученного в период с 2011 по 2014 гг. от реципиентов почки, выявлено 42 положительных пробы с уровнем вирусной нагрузки, варьировавшей от 4.2*107 до 1.3* 104 ГЭ/мл.

Созданная ПЦР тест-система для количественного выявления ВК вируса в клиническом материале пока не имеет аналогов в Беларуси и сопредельных странах - членах ЕАЭС, что указывает на хорошие перспективы ее востребованности на отечественном и зарубежном рынках диагностических средств. Актуальность данной разработки очевидна в связи с активным развитием трансплантации органов и тканей в последние годы. Кроме того, она может найти свое широкое использование для диагностики полиомавирусных осложнений при ряде заболеваний, сопровождающихся иммуноде-фицитными состояниями, с целью количественной оценки уровня ВК вирусной нагрузки и коррекции проводимой терапии (например, в онкологии, при обследовании пациентов со СПИДом и др.).

1. Eash S, Manley K, Gasparovic M, Querbes W, Atwood WJ. The human polyomaviruses. Cell Mol Life Sci. 2006; 63(7-8): 865-76.

2. Bennett SM, Broekema NM, Imperiale mJ. BK polyomavirus: emerging pathogen. Microbes Infect. 2012; 14(9): 672-83.

3. De Gascun CF, Carr MJ. Human polyomavirus reactivation: disease pathogenesis and treatment approaches. Clin Dev Immunol. 2013; 2013: 373579.

4. Jiang M, Abend JR, Johnson SF, Imperiale MJ. The role of polyomaviruses in human disease. Virology. 2009; 384(2): 266-73.

5. Tamura K, Stecher G, Peterson D, Filipski A, Kumar S. MEGA6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 6.0. Mol Biol Evolution 2013; 30: 2725-9.

6. Bárcena-Panero A, Echevarría JE, Romero-Gómez MP, Royuela E, Castellanos A, González I, Fedele G. Development and validation with clinical samples of internally controlled multiplex real-time PCR for diagnosis of BKV and JCV infection in associated pathologies. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2012; 35(2):173-9.

1. Eash S, Manley K, Gasparovic M, Querbes W, Atwood WJ. The human polyomaviruses. Cell Mol Life Sci. 2006; 63(7-8): 865-76.

2. Bennett SM, Broekema NM, Imperiale mJ. BK polyomavirus: emerging pathogen. Microbes Infect. 2012; 14(9): 672-83.

3. De Gascun CF, Carr MJ. Human polyomavirus reactivation: disease pathogenesis and treatment approaches. Clin Dev Immunol. 2013; 2013: 373579.

4. Jiang M, Abend JR, Johnson SF, Imperiale MJ. The role of polyomaviruses in human disease. Virology. 2009; 384(2): 266-73.

5. Tamura K, Stecher G, Peterson D, Filipski A, Kumar S. MEGA6: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 6.0. Mol Biol Evolution 2013; 30: 2725-9.

The Republican Research and Practical Center for Epidemiology and Microbiology, 23 Filimonov ul., Minsk, 220114, Republic of Belarus.

Dziadziulia KL. Senior Researcher at the Laboratory of infection with the natural reservoir, Candidate of Biological Sciences.

Amvrosieva TV. Head of Laboratory of infection with the natural reservoir, Doctor of Medical Sciences, professor.

Poklonskaya NV. Senior Researcher at the Laboratory of infection with the natural reservoir, Candidate of Biological Sciences.

Bogush ZF. Researcher at the Laboratory of infection with the natural reservoir.

Zemlianski VA. Junior Researcher at the Laboratory of infection with the natural reservoir.

Loziuk SK. Junior Researcher at the Laboratory of infection with the natural reservoir

Дедюля Константин Леонидович. Ведущий научный сотрудник лаборатории инфекций с природным резервуаром, канд. биол. наук.

Амвросьева Тамара Васильевна. Заведующий лаборатории инфекций с природным резервуаром, д-р мед. наук, профессор.

Поклонская Наталья Владимирована. Ведущий научный сотрудник лаборатории инфекций с природным резервуаром, канд. биол. наук.

Богуш Зоя Федоровна. Научный сотрудник лаборатории инфекций с природным резервуаром.

Землянский Вячеслав Андреевич. Младший научный сотрудник лаборатории инфекций с природным резервуаром.

Лозюк Светлана Константиновна. Младший научный сотрудник лаборатории инфекций с природным резервуаром.

Тест-системы в прессе называют уникальными - почему? На каком методе основано их действие? Можно ли использовать их в любой лаборатории, или нужно особое оборудование?

Ринат Максютов: Действие наборов основано на методе полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени. Метод ПЦР имеет ряд преимуществ - он широко распространен, имеет высокую чувствительность (с его помощью можно обнаруживать единичные копии вирусов) и короткий срок получения результатов (2-4 часа). Для диагностирования заболевания с использованием разработанных наборов достаточно образца, взятого из носоглотки человека.

Такие тест-системы можно использовать во всех лабораториях ФБУЗ "Центры гигиены и эпидемиологии" Роспотребнадзора и во многих медучреждениях, там есть все необходимое, в том числе подготовленный персонал.

Всего разработано два варианта наборов. Один из них выявляет непосредственно новый коронавирус COVID-19. Второй может использоваться как для диагностирования заболеваний, вызванных новым коронавирусом COVID-19, так и для выявления другого опасного заболевания - "тяжелый острый респираторный синдром" (ТОРС или SARS), также известного как "атипичная пневмония". Наборы позволяют обнаруживать заболевание уже на ранних стадиях, что очень важно для экстренной диагностики.

Тест-системами обеспечены все регионы? СМИ писали, что пока они есть только в 51-м субъекте из 85.

Ринат Максютов: В первую очередь тест-системами были укомплектованы регионы, откуда идет основной поток деловых и туристических поездок в Китай.

Кто выделяет деньги на эти тест-системы?

Ринат Максютов: Правительство России выделило все необходимые средства для проведения мероприятий, направленных на недопущение распространения нового коронавируса на территории нашего государства, в том числе на производство тест-систем. Несмотря на свою уникальность, себестоимость набора не превышает себестоимости любых других производимых в России тест-систем, основанных на методе ПЦР. Количество наборов строго соотносится с необходимым для проведения всех подозрительных на содержание коронавируса образцов.

Может ли россиянин или иностранец при желании сдать анализ за деньги - просто для спокойствия?

Ринат Максютов: Для этого необходимо обратиться в ближайшую больницу и, если инфекционист подтвердит необходимость в проведении такого рода анализа, он будет проведен.

Для человека, у которого врачи заподозрили новый коронавирус, обследование с помощью тест-системы входит в ОМС?

Ринат Максютов: Основные услуги, которые граждане РФ получают бесплатно в рамках ОМС, - это первая помощь (прием врача, диагностика и лечение в поликлинике, дома или в стационаре), а также лечение острых заболеваний в стационаре. Следовательно, бесплатное тестирование на новый коронавирус COVID-19 проводится в рамках ОМС. При этом нужно понимать, что тесты выполняют с учетом наличия эпидпоказаний.

"Вектор" является одной из референс-лабораторий Евробюро ВОЗ по коронавирусным инфекциям, что означает этот статус?

Ринат Максютов: В кратчайшие сроки после определения нового коронавируса Европейское региональное бюро ВОЗ и Европейский центр профилактики и контроля заболеваний (ECDC) определили потребности и возможности Европейского региона с точки зрения работы медицинских лабораторий. Был сформирован реестр из шести работающих в разных странах лабораторий, их наделили статусом региональных референс-лабораторий. Они уполномочены поддерживать и другие лаборатории. Этот статус получили лаборатории из Германии, Нидерландов, России, Великобритании и Франции. Эти лаборатории имеют право проводить совещания на уровне экспертов лабораторий по определению оптимальных протоколов тестирования на новый коронавирус COVID-19 и предлагать соответствующие рекомендации ВОЗ. Данные лаборатории обязаны предоставлять результаты тестирования поступивших к ним образцов в установленном порядке в ВОЗ и в лаборатории-отправители образцов. Кроме того, ВОЗ была активирована сеть специализированных национальных лабораторий по тестированию на COVID-19, сформированная на основе существовавшей сети лабораторий Глобальной системы эпиднадзора за гриппом и принятия ответных мер (ГСЭГО).

Страны, не располагающие специализированными лабораториями, могут направлять пробы на тестирование в определенные Всемирной организацией здравоохранения референс-лаборатории, занимающиеся выявлением COVID-19. Новым лабораториям, специализирующимся на обнаружении COVID-19, также предлагается направлять первые пять положительных и десять отрицательных проб на COVID-19 в свои референс-лаборатории для подтверждения полученных результатов.

ЗАГАДОЧНЫЙ ВИРУС: В НАШЕМ МЕДИЦИНСКОМ ЦЕНТРЕ ВНЕДРЕНА ДИАГНОСТИКА ПОЛИОМОВИРУСНОЙ ИНФЕКЦИИ

Полиомавирусыотносят к единственному роду Polyomavirus семейства PolyomaviridaeПолиомавирусы широко известны как опухолеродные вирусы для человека. Белок p53, супрессор опухолей, например, был выделен как клеточный белок, связанный с большим Т-антигеном вируса SV40.

Вирус JC поражает клетки дыхательной системы, почек или мозга

Вирус BK приводит к мягким респираторным инфекциям, и поражает почки у пациентов со сниженной иммунной системой, например, после трансплантации органов. Оба эти вируса широко распространены в популяции, порядка 80 % взрослых жителей США имеют ант итела к этим вирусам.

Два относительно недавно открытых полиомавируса KI (KarolinskaInstitute) и WU (WashingtonUniversity) близко родственны друг к другу и выделены из секретов дыхательных путей.

Клинические проявления полиомовирусной инфекции разнообразны: от инфекции ЛОР-органов, верхних дыхательных путей до поражения почек и головного мозга. За 6 месяцев текущего года в нашем центре диагностировано 5 случаев полиомовирусной инфекции.

Одной из форм полиомовирусной инфекции является прогрессивная мультифокальная лейкоэнцефалопатия (ПМЛ) - это быстро прогрессирующее демиелинизирующее заболевание центральной нервной системы с асимметричным поражением мозга. Вызывается активацией полиомавируса человека 2, носителем которого является около 80 % населения.

Полиомавирус человека 2 (вирус JC) был назван по инициалам пациента (John Cunningham), у которого он был впервые обнаружен в 1971 году. Его активации в организме человека предшествует значительнаясупрессия иммунной системы.

Частота возникновения ПМЛ — около 1,3 случаев на 1000 пацентов в год.[5] Заболевание возникает практически ислючительно только у пациентов с ослабленной иммунной системой.

Инфицирование вирусом JC протекает бессимптомно и наступает, как правило, ещё в детском возрасте, возбудитель остается в теле пожизненно. Возможное место персистенции вируса — почки и/или костный мозг. В случае ослабления иммунной системы вирус транспортируется лейкоцитами в центральную нервную систему и начинает свою репликацию в белом веществе полушарий, ствола мозга, мозжечке и спинном мозге. Заболевание является демиелинизирующим, нейропатологически определяются множественные очаги демиелинизации. Серое вещество мозга остается практически незатронутым.

Начало как правило, подострое и выражается в быстро прогрессирующем психосиндроме, ассоциированном с очаговыми неврологическими симптомами — моно- или гемипарезы, нарушения речи и зрения, а также атаксии, головокружение, головные боли, нарушения чувствительности и эпилептические приступы возникают гораздо реже. Психические нарушения выражаются в прогрессирующих когнитивных нарушениях и сопровождаются очаговыми неврологическими нарушениями.

В диагностике наибольшее значение имеет ПЦР диагностика полиомовирусной инфекции и магнитно-резонансная томография при обязательном выполнении иммунограммы для последующей разработки индивидуального лечения.

По вопросам диагностики и лечения полиомовирусной инфекции обращайтесь по телефону центра (863)2003073

Выполните оценку риска рака яичников по алгоритму ROMA (Risk of Ovarian Malignancy Algorithm, алгоритм расчета риска эпителиального рака яичников) в нашем центре!

Уникальное предложение!
Получение высокотехнологичной медицинской помощи в области онкологии и гематологии в одной из ведущих швейцарских клиник с мировым именем Hirslanden.

Новое оружие в борьбе с раком

Российские ученые полагают, что новое лекарство уменьшит стоимость лечения онкозаболеваний и снизит негативные побочные эффекты.

"Новомедицина" проводит лекторий "Синдром менеджера".

Все, что вас волнует относительно синдрома профессионального выгорания, и даже больше.

Главный врач "Новомедицины" получил награду за научную работу.

Наш генеральный директор и главный врач Ирина Владиславовна Сарвилина получила награду за лучший доклад на научном симпозиуме "Целиакия (глютеновая болезнь) и другие заболевания тонкой кишки", который проводился фармкомпанией Falk в первых числах сентября этого года в Амстердаме (Нидерланды).

Надо ли вам обследовать щитовидную железу?

Женщины в 6–8 раз чаще страдают от заболеваний щитовидной железы, чем у мужчины.

Препараты от изжоги повышают риск сердечного приступа.

Ученые предполагают, что вредное влияние ингибиторов протонного насоса может быть связано с тем, что они подавляют образование окиси азота в клетках, выстилающих поверхность кровеносных сосудов, что нарушает их нормальную работу.

Лишний вес совсем нелишний.

Полный текст:

1. Гаврилова Е.В., Бабкин И.В., Щелкунов С.Н. Мультиплексный ПЦР-анализ для видоспецифичной экспресс идентификации ортопоксвирусов. Мол. генет. микробиол. и вирусол. 2003; 1:45–52.

2. Методические рекомендации. Натуральная оспа (клиника, лечение, иммунопрофилактика). М.: ФМБА; 2006. 60 c.

3. Abrahao J.S., Guedes M.I.M., Trindade G.S., Fonseca F.G., Campos R.K., Mota B.F., Lobato Z.I., Silva-Fernandes A.T., Rodrigues G.O., Lima L.S., Ferreira P.C., Bonjardim C.A., Kroon E.G. One more piece in the VACV ecological puzzle: could peridomestic rodents be the link between wildlife and bovine vaccinia outbreaks in Brazil? PLoS ONE. 2009; 4:e7428.

4. Aitichou M., Saleh S., Kyusung P., Huggins J., O’Guinn M., Jahrling P., Ibrahim S. Dual-probe real-time PCR assay for detection of variola or other orthopoxviruses with dried reagents. J. Virol. Methods. 2008; 153(2):190–5.

5. Bonnekoh B., Falk K., Reckling K., Kenklies S., Nitsche A., Ghebremedhin B., Pokrywka A., Franke I., Thriene B., König W., Pauli G., Gollnick H. Cowpox infection transmitted from a domestic cat. J. Dtsch Dermatol. Ges. 2008; 6:210–3.

6. Bray M., Buller M. Looking back at smallpox. Clin. Infect. Dis. 2004; 38:882–9.

7. Breman J.G. Monkeypox: an emerging infection for humans? In: Scheld W.M., Craig W.A., Hughes J.M, editors. Emerging infections 4. Washington: ASM Press; 2000. P. 45–67.

8. Campe H., Zimmermann P., Glos K., Bayer M., Bergemann H., Dreweck C., Graf P., Weber B.K., Meyer H., Büttner M., Busch U., Sing A. Cowpox virus transmission from pet rats to humans, Germany. Emerg. Infect. Dis. 2009; 15:777–80.

9. Carletti F., Bordi L., Castilletti C., Di Caro A., Falasca L., Gioia C., Ippolito G., Zaniratti S., Beltrame A., Viale P., Capobianchi M.R. Cat-to-human orthopoxvirus transmission northeastern Italy. Emerg. Infect. Dis. 2009; 15:499–500.

10. CDC. Update: multistate outbreak of monkeypox in Illinois, Kansas, Missouri, Ohio, and Wisconsin, 2003. MMWR Morb. Mortal Wkly Rep. 2003; 52:642–6.

11. Damon I.K., Roth C.E., Chowdhary V. Discovery of monkeypox in Sudan. N. J. Engl. Med. 2006; 355(9):962–3

12. Elsendoorn A., Agius G., Le Moal G., Aajaji F., Favier AL., Wierzbicka-Hainault E., Béraud G., Flusin O., Crance J.M., Roblot F. Severe ear chondritis due to cowpox virus transmitted by a pet rat. J. Infect. 2011; 63(5):391–3.

13. Espy M.J., Cockerill F.R., Meyer R.F., Bowen M.D., Poland G.A., Hadfield T.L., Smith T.F. Detection of smallpox virus DNA by LightCycler PCR. J. Clin. Microbiol. 2002; 40(6):1985–8.

14. Fedele C.G., Negredo A., Molero F., Sanchez-Seco M.P., Tenorio A. Use of Internally Controlled Real-Time Genome Amplification for Detection of Variola Virus and Other Orthopoxviruses Infecting Humans. J. Clin. Microbiol. 2006; 44(12):4464–70.

15. Fitzgibbon J.E., Sagripanti J.L. Simultaneous identification of orthopoxviruses and alphaviruses by oligonucleotide macroarray with special emphasis on detection of variola and Venezuelan equine encephalitis viruses. J. Virol. Methods. 2006; 131(2):160–7.

16. Gallwitz S., Schutzbank T., Heberling R.L., Katler S.S., Galpin J.E. Smallpox: residual antibody after vaccination. J. Clin. Microbiol. 2003; 41:4068–70.

17. Gavrilova E.V., Shcherbakov D.N., Maksyutov R.A., Shchelkunov S.N. Development of Real-Time PCR Assay for Detection of Cowpox Virus. J. Clin. Virol. 2010; 49(1):37–40.

18. Gurav Y.K., Raut C.G., Yadav P.D., Tandale B.V., Sivaram A., Pore M.D., Basu A., Mourya D.T., Mishra A.C. Buffalopox outbreak in humans and animals in Western Maharashtra, India. Prev. Vet. Med. 2011; 100(3–4):242–7

19. Honlinger B., Huemer H.P., Romani N., Czerny C.P., Eisendel K., Hopel R. Generalized cowpox infection probably transmitted from a rat. Br. J. Dermatol. 2005; 153:451–3.

20. Human monkeypox in Kasai Oriental, Zaire (1996–1997). Wkly Epidemiol. Rec. 1997; 72(15):101–4.

21. Ibrahim M.S., Kulesh D.A., Saleh S.S., Damon I.K., Esposito J.J., Schmaljohn A.L., Jahrling P.B. Real-time PCR assay to detect smallpox virus. J. Clin. Microbiol. 2003; 41(8):3835–39.

22. Kinnunen P.M., Henttonen H., Hoffmann B., Kallio E.R., Korthase C., Laakkonen J., Niemimaa J., Palva A., Schlegel M., Ali H.S., Suominen P., Ulrich R.G., Vaheri A., Vapalahti O. Orthopox virus infections in Eurasian wild rodents. Vector Borne Zoonotic Dis. 2011; 11(8):1133–40.

23. Kroon E.G., Mota B.E., Abrahão J.S., Fonseca F.G., Trindade G.D. Zoonotic Brazilian Vaccinia virus: From field to therapy. Antiviral Res. 2011; 92(2):150–63.

24. Kulesh D.A., Baker R.O., Loveless B.M., Norwood D., Zwiers S.H., Mucker E., Hartmann C., Herrera R., Miller D., Christensen D., Wasieloski L.P.Jr., Huggins J., Jahrling P.B. Smallpox and pan-orthopox virus detection by real-time 3'-minor groove binder TaqMan assays on the Roche LightCycler and the Cepheid Smart Cycler platforms. J. Clin. Microbiol. 2004; 42(2):601–9.

25. Kulesh D.A., Loveless B.M., Norwood D., Garrison J., Whitehouse C.A., Hartmann C., Mucker E., Miller D., Wasieloski L.P.Jr., Huggins J., Huhn G., Miser L.L., Imig C., Martinez M., Larsen T., Rossi C.A., Ludwig G.V. Monkeypox virus detection in rodents using real-time 3’-minor groove binder TaqMan assays on the Roche LightCycler. Lab. Invest. 2004; 84(9):1200–8.

26. Learned L.A., Reynolds M.G., Wassa D.W., Li Y., Olson V.A., Karem K., Stempora L.L., Braden Z.H., Kline R., Likos A., Libama F., Moudzeo H., Bolanda J.D., Tarangonia P., Boumandoki P., Formenty P., Harvey J.M., Damon I.K. Extended interhuman transmission of monkeypox in a hospital community in the republic of the Congo, 2003. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2005; 73(2):428–34.

27. Mukinda V.B.K., Mwema G., Kilundu M., Heymann D.L., Khan A.S., Esposito J.J. Re-emergence of human monkeypox in Zaire in 1996. Monkeypox Epidemiologic Working Group. Lancet. 1997; 349:1449–50.

28. Ninove L., Domart Y., Vervel C., Voinot C., Salez N., Raoult D. Cowpox virus transmission from pet rats to humans, France. Emerg. Infect. Dis. 2009; 15:781–4.

29. Nitsche A., Kurth A., Pauli G. Viremia in human Cowpox virus infection. J. Clin. Virol. 2007; 40:160–2.

30. Nitsche A., Ellerbrok H., Pauli G. Detection of orthopoxvirus DNA by real-time PCR and identification of variola virus DNA by melting analysis. J. Clin. Microbiol. 2004; 42(3):1207–13.

31. Nitsche A., Steger B., Ellerbrok H., Pauli G. Detection of vaccinia virus DNA on the LightCycler by fluorescence melting curve analysis. J. Virol. Methods. 2005; 126:187–95.

32. Olson V.A., Laue T., Laker M.T., Babkin I.V., Drosten C., Shchelkunov S.N., Niedrig M., Damon I.K., Meyer H. Real-time PCR system for detection of orthopoxviruses and simultaneous identification of smallpox virus. J. Clin. Microbiol. 2004; 42(5):1940–46.

33. Panning M., Asper M., Kramme S., Schmitz H., Drosten C. Rapid detection and differentiation of human pathogenic orthopox viruses by a fluorescence resonance energy transfer real-time PCR assay. Clin. Chem. 2004; 50(4):702–8.

34. Putkuri N., Piiparinen H., Vaheri A., Vapalahti O. Detection of human orthopoxviruses infections and differentiation of smallpox virus with real-time PCR. J. Med. Virol. 2009; 81:146–52.

35. Reynolds M.G., Carroll D.S., Olson V.A., Hughes C., Galley J., Likos A., Montgomery J.M., Suu-Ire R., Kwasi M.O., Jeffrey Root J., Braden Z., Abel J., Clemmons C., Regnery R., Karem K., Damon I.K. A Silent Enzootic of an Orthopoxvirus in Ghana, West Africa: Evidence for Multi-Species. Am. J. Trop. Med. Hyg. 2010; 82(4):746–54.

36. Rimoin A.W., Mulembakani P.M., Johnston S.C., Lloyd Smith J.O., Kisalu N.K., Kinkela T.L., Blumberg S., Thomassen H.A., Pike B.L., Fair J.N., Wolfe N.D., Shongo R.L., Graham B.S., Formenty P., Okitolonda E., Hensley L.E., Meyer H., Wright L.L., Muyembe J.J. Major increase in human monkeypox incidence 30 years after smallpox vaccination campaigns cease in the Democratic Republic of Congo. Proc. Natl. Acad. Sci. 2010; 107:16262–7.

37. Ryabinin V.A., Shundrin L.A., Kostina E.B., Laassri M., Chizhikov V., Shchelkunov S.N., Chumakov K., Sinyakov A.N. Microarray assay for detection and discrimination of Orthopoxvirus species. J. Med. Virol. 2006; 78(10):1325–40.

38. Saijo M., Ami Y., Suzaki Yuriko., Nagata N., Iwata N., Hasegawa H., Ogata M., Fukushi S., Mizutani T., Iizuka I., Sakai K., Sata T., Kurata T., Kurane I., Morikawa S. Diagnosis and assessment of monkeypox virus (MPXV) infection by quantitative PCR assay: differentiation of congo basin and west African MPXV strains. Jpn. J. Infect. Dis. 2008; 61:140–2.

39. Scaramozzino N., Ferrier-Rembert A., Favier A., Rothlisberger C., Richard S., Crance J., Meyer H., Garin D. Real-time PCR to identify variola virus or other human pathogenic orthopox viruses. Clin. Chem. 2007; 53(4):606–13.

40. Schmidt M., Roth K.W., Meyer H., Seifried E., Hourfar M.K. Nucleic acid test screening of blood donors for orthopoxviruses can potentially prevent dispersion of viral agents in case of bioterrorism. Transfusion. 2005; 45:399–403.

41. Shchelkunov S.N. How long ago did smallpox virus emerge? Arch. Virol. 2009; 154:1865–71.

42. Shchelkunov S.N., Gavrilova E.V., Babkin I.V. Multiplex PCR detection and species differentiation of orthopoxviruses pathogenic to humans. Mol. Cell. Probes. 2005; 19:1–8.

43. Shchelkunov S.N., Marennikova S.S., Moyer R.W. Orthopoxviruses pathogenic for humans. New York: Springer; 2005. 425 p.

44. Shchelkunov S.N., Shcherbakov D.N., Maksyutov R.A., Gavrilova E.V. Species-specific identification of variola, monkeypox, cowpox, and vaccinia viruses by multiplex real-time PCR assay. J. Virol. Methods. 2011; 175(2):163–9.

45. Trindade G.H., Li Y., Olson V.A., Emerson G., Regnery R.L., Fonseca F.G., Kroon E.G., Damon I. Real-time PCR assay to identify variants of Vaccinia virus: implications for the diagnosis of bovine vaccinia in Brazil. J. Virol. Methods. 2008; 152:63–71.

46. Vorou R.M., Papavassiliou V.G., Pierroutsakos I.N. Cowpox virus infection: an emerging health threat. Curr. Opin. Infect. Dis. 2008; 21:153–6.

47. Zafar A., Swanepoel R., Hewson R., Nizam M., Ahmed A., Husain A., Grobbelaar A., Bewley K., Mioulet V., Dowsett B., Easterbrook L., Hasan R. Nosocomial buffalopoxvirus infection, Karachi, Pakistan. Emerg. Infect. Dis. 2007; 13:902–4.

Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.

Читайте также: