Гостев в в бактериальные биопленки и инфекции

В настоящее время общепризнано, что основной формой существования бактерий в естественных условиях являются связанные с поверхностью сообщества - биоплёнки, а не отдельные планктонные клетки [1, 3]. На сегодняшний день предполагается, что 90 % изученных видов таксономического домена Bacteria способны формировать биоплёнки [3, 16].

В последнее время появился ряд работ, освещающих микробиологический аспект проблем ЖКБ, доказывающих важную роль микроорганизмов в развитии заболеваний билиарного тракта и образовании конкрементов [4, 5, 8, 9, 10, 12]. Однако роль биоплёнок микроорганизмов в развитии острого и хронического воспаления при наличии конкрементов в желчном пузыре остаётся недостаточно изученной.

Биоплёнки - это высокоорганизованные, подвижные, непрерывно изменяющиеся гетерогенные сообщества, состоящие как из активно функционирующих клеток, так из покоящихся форм, заключенных в экзополимерный матрикс [1, 6, 16]. Они могут состоять из одного [1] или, что встречается более часто, из нескольких видов микроорганизмов [6, 7]. Ранее считалось, что биоплёнки образуются только на изделиях медицинского назначения, таких как катетеры, эндотрахеальные трубки, внутриматочные спирали, контактные линзы [2, 14, 18]. В настоящее время установлено, что биоплёнки являются основными факторами патогенеза заболеваний, характеризующихся хроническим воспалением [1, 11]. Их обнаруживают более чем в 80 % хронических инфекционных и воспалительных заболеваний, что позволило выдвинуть концепцию хронических болезней как болезней биоплёнок [2, 3].

Образование биоплёнок - это сложный комплексный динамический процесс, состоящий из нескольких этапов: адгезии клеток на поверхности и перераспределения клеточной массы; активного деления клеток для создания клеточных кластеров; образования экзополимерного слизистого матрикса. Изначальное прикрепление микробной клетки к поверхности субстрата осуществляется за счёт действия электростатических, гидрофобных сил, сил Ван дер Ваальса, неспецифической адгезии. Адгезия к биологическим поверхностям обусловливается специфическим взаимодействием белков-адгезинов или лектинов фимбрий экзоплазматического компартмента бактериальной клетки с рецепторами или определенными доменами поверхности мембран клеток-мишеней. Механизм адгезии грамположительных бактерий отличается от механизма адгезии грамотрицательных. Так, например, важнейшим элементом в процессе адгезии стафилококков является полисахарид (Polysaccharide Intercellular Adhesin - PIA), который участвует как в клеточной субстратной адгезии, так и в последующем формировании клеточных кластеров. У грамотрицательных микроорганизмов важную роль в адгезии и клеточной агрегации играют жгутики и фимбрии IV типа. Движение, обусловленное жгутиками, способствует распространению и образованию клеточного монослоя на субстрате, а фимбрии IV типа участвуют в клеточной агрегации за счёт лектинового взаимодействия [3]. По мере размножения бактерий они более прочно прилипают к поверхности, дифференцируются, обмениваются генами, что обеспечивает их выживаемость.

Процесс формирования биопленки можно разделить на три этапа.

1. Обратимое прикрепление к поверхности. Чаще всего микроорганизмы существуют в виде свободно плавающих масс или единичных (например, планктонных) колоний. Однако в нормальных условиях большинство микроорганизмов стремится прикрепиться к поверхности и, в конечном счете, образовать биопленку.

2. Перманентное прилипание к поверхности. По мере размножения бактерий они более прочно прилипают к поверхности, дифференцируются, обмениваются генами, что обеспечивает их выживаемость.

Экспериментальные лабораторные исследования показали, что планктонные бактерии, например, стафилококки, стрептококки, псевдомонады, кишечная палочка обычно присоединяются друг к другу в течение нескольких минут; образуют прочно соединенные микроколонии в течение 2-4 часов; вырабатывают внеклеточные полисахариды и становятся значительно более толерантными к биоцидам, например, к антибиотикам, антисептикам и дезинфектантам в течение 6-12 часов; вовлекаются в зрелые колонии биоплёнки, которые очень устойчивы к биоцидам и теряют планктонные бактерии в течение 2-4 дней в зависимости от видов бактерий и условий роста; быстро восстанавливаются после механического разрушения и вновь формируют зрелую биоплёнку в течение 24 часов [1].

После необратимой адгезии популяция микроорганизма начинает интенсивно пролиферировать с образованием многоклеточных слоёв и синтезировать компоненты экзополимерного матрикса (Extracellular Polymeric Substance); это один из ключевых моментов образования биоплёнок [1, 3, 14, 17]. Применение лазерной конфокальной микроскопии, сканирующей электронной микроскопии, позволило установить, что биоплёнки имеют сложную трёхмерную структурную организацию. Состав матричной слизи варьирует в зависимости от микроорганизмов в нём присутствующих и включает полисахариды, белки, гликолипиды и бактериальную ДНК [15]. При этом основным компонентом являются полисахариды (декстран, гиалуроновая кислота, целлюлоза и другие). По данным разных авторов эта фракция составляет от 40 до 95 % от общей массы биоплёнки; содержание других химических веществ значительно варьирует и зависит от таксономической единицы бактерии, образующей биоплёнку [19, 20].

Доля белков в биопленке может составлять до 60 %, липидов до 40 % и нуклеиновых кислот 1-20 % [3, 13]. Порядка 80-90 % объёма биоплёнок занимает вода, поэтому все её составляющие находятся в гидротированном состоянии. Матрикс биоплёнки разделён каналами, наполненными водой, а также имеет полости. Через каналы транспортируются питательные вещества и проходят конвективные потоки кислорода от внешних к внутренним частям биоплёнки, одновременно с этим выводятся метаболиты бактериальных клеток [3].

Из многочисленных свойств биопленки клиническое значение имеют высокая устойчивость к факторам естественной резистентности организма, к разнообразным внешним воздействиям, к антибактериальным средствам [1, 6, 7].

Значительная резистентность к антибиотикам микроорганизмов в составе биоплёнок по сравнению с планктонными формами обусловлена способностью бактерий накапливать в матриксе внеклеточные ферменты, разрушающие антибиотики, и агрегационной природой биоплёнок, связанной с уменьшением площади открытой поверхности клеток, что приводит к физической недоступности молекул. Также особую роль играет резистентный фенотип клеток и сниженный метаболизм микроорганизмов в биоплёнке, который достигается за счёт их многослойной топографии и приводит к снижению антибиотикочувствительности. Строение биоплёнок идеально способствует процессам обмена генетической информацией, в том числе резистентности к антимикробным химиопрепаратам, за счёт тесного контакта и стабильной пространственной локализацией клеток. Исследования in vitro показывают, что уровень конъюгации в биоплёнках гораздо выше, по сравнению с планктонными формами бактерий. Более того, процессы конъюгации могут регулироваться на популяционном уровне за счет бактериальной коммуникации, например, вирулентные энтерококки для передачи генетической информации используют сигнальные системы [1, 3].

Особый интерес представляют собой клетки-персистеры - альтруистические интактные клетки, способные выживать даже при высоких дозах антибиотиков, летальных для остальных микробных клеток. По данным некоторых авторов их количество варьирует от 1 до 5 % от всей популяции. Они метаболически неактивны, а их основное назначение, по-видимому, депонирование и сохранение генетического материала для последующего восстановления популяции. Фенотип персистеров характеризуется интересной биологией, они замедляют все физиологические процессы и становятся толерантными к действию разных факторов, в том числе и к воздействию антимикробных препаратов [3]. Свойство антибиотикотолерантности отличается от механизмов резистентности [3, 20].

Это возможно благодаря так называемым токсин-антитоксин модулям (ТА), которые экспрессируют токсины и антитоксины, находящиеся в цитоплазме клеток. При возникновении неблагоприятных факторов происходит синтез токсина, блокирующего процессы трансляции, при восстановлении комфортных для жизнедеятельности условий, происходит выработка антитоксина, связывающего токсин. Следствием этого является связывание токсина в протеиновый комплекс и нормализация метаболических процессов клетки. Бактерии начинают пролиферировать, возобновляется бактериальная коммуникация, восстанавливается материнская популяция, что для макроорганизма характеризуется хронизацией инфекции [3].

Таким образом, на сегодняшний день существует достаточно фундаментальных сведений о процессах формирования и жизнедеятельности биоплёнок, изучено образование микробных сообществ на изделиях медицинского назначения. Однако в литературе недостаточно информации о развитии биоплёнок в различных биотопах макроорганизма, в том числе на желчных конкрементах, в то время, как их роль в развитии хронического и острого воспаления в гепатобилиарной системе, антибиотикорезистентности некоторых штаммов несомненна.

Рецензенты:

В настоящее время общепризнано, что основной формой существования бактерий в естественных условиях являются связанные с поверхностью сообщества, получившие название биопленок, а не отдельные планктонные клетки. Биопленки обнаруживают более чем в 80% хронических инфекционных и воспалительных заболеваний, что позволило выдвинуть концепцию хронических болезней как болезней биопленок. Для обмена информацией в пределах биопленки между отдельными клетками одного и того же или разных видов бактерии используют секретируемые феромоны, например сигнальные молекулы системы quorum sensing. Координация различных видов активности бактериальных клеток в составе биопленок обеспечивает им значительные преимущества. В составе биопленок бактерии оказываются защищенными от действия факторов резистентности хозяина и антибактериальных препаратов. Одним из возможных механизмов повышения устойчивости бактерий к внешним воздействиям и антибактериальным препаратам является значительное увеличение в составе биопленок доли клеток-персистеров.

1. Balaban N.Q. Bacterial Persistence as a Phenotypic Switch / N.Q. Balaban, [et. al.] // Science. – 2004. – ol. 305, № 5690. – P. 1622–1625.

2. Benkert B. Nitrate-responsive NarX-NarL represses arginine-mediated induction of the Pseudomonas aeruginosa arginine fermentation arcDABC operon / B. Benkert, [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154. – P. 3053–3060.

3. Biofilms, Infection, and Antimicrobial Therapy / ed. J.L. Pace, [et. al.]. – Boca Raton: Taylor & Francis Group, 2006. – 495 p.

4. Bjarnsholt T. Interference of Pseudomonas aeruginosa signalling and biofilm formation for infection control /T. Bjarnsholt, [et al.] // Expert Rev. Mol. Med. – 2010. – №12. – P. 121–126.

5. Bjarnsholt T. Pseudomonas aeruginosa tolerance to tobramycin, hydrogen peroxide and polymorphonuclear leukocytes is quorum-sensing dependent / T. Bjarnsholt, [et. al.] // Microbiology. – 2005. – №151. – P. 373–383.

6. Blango, M.G. Persistence of uropathogenic Escherichia coli in the face of multiple antibiotics / M.G. Blango, M.A. Mulvey // Antimicrob. Agents Chemother. – 2010. – Vol. 54, №5. – P. 855–1863.

7. Cassat J. Transcriptional profiling of a Staphylococcus aureus clinical isolate and its isogenic agr and sarA mutants reveals global differences in comparison to the laboratory strain RN6390 / J. Cassat, [et. al.] // Microbiology. – 2006. – №152. – P. 3075–3090.

8. Chen L.C. Ligand-receptor recognition for activation of quorum sensing in Staphylococcus aureus / L.C. Chen, [et. al.] // J. Microbiol. –2009. – Vol. 47, №5. – P. 572–581.

9. Cho S.H. Detection of the icaADBC gene cluster and biofilm formation in Staphylococcus epidermidis isolates from catheter-related urinary tract infections / S.H. Cho, [et. al.] // Int. J. Antim. Agen. – 2002. – Vol. 19, №6. – P. 570–575.

10. Christensen L.D. Impact of Pseudomonas aeruginosa quorum sensing on biofilm persistence in an in vivo intraperitoneal foreign-body infection model / L.D. Christensen, [et. al.] // Microbiology. – 2007. – №153. – P. 2312–2320.

11. Cirioni O. RNAIII-Inhibiting Peptide Significantly Reduces Bacterial Load and Enhances the Effect of Antibiotics in the Treatment of Central Venous Catheter–Associated Staphylococcus aureus Infections / O. Cirioni, [et. al.] // J. of Inf. Dis. – 2006. – №193. – P. 180–186.

12. Collery M.M. Molecular typing of nasal carriage isolates of Staphylococcus aureus from an Irish university student population based on toxin gene PCR, agr locus types and multiple locus, variable number tandem repeat analysis / Mark M. Collery, [et. al.] // J. of Med. Microb. – 2008. – №57. – P. 348–358.

13. Costerton J. W. The Biofilm Primer, Vol. 1 /J.W. Costerton. – Berlin: Springer, 2007. – 200 p.

14. Costerton, J. W. Bacterial biofilms in nature and disease / J. W. Costerton [et. al.] // Annu. Rev. Microbiol. – 1987. – №41. – P. 435–464.

15. Costi D. S. Quorum Sensing: Bacteria Talk Sense /D.S. Costi // Clin. Inf. Dis. – 2008. – №47. – P. 1070–1076.

16. Darouiche R.O. Device-associated infections: a macroproblem that starts with microadherence /R.O. Darouiche // Clin. Infect. Dis.– 2001. – Vol. 33, №9. – Р. 1567–1572.

17. Das. T. Role of Extracellular DNA in Initial Bacterial Adhesion and Surface Aggregation T. Das, [et al.] // Appl. Environ. Microbiol. – 2010. – P. 806–811.

18. Davey M.E. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics / M.E. Davey, G.A. O’Toole // Microbiol. Mol. Biol. Rev. – 2000. – №64. – P. 847–867.

19. Diemond-Hernandez B. Production of icaADBCencoded polysaccharide intercellular adhesin and therapeutic failure in pediatric patients with staphylococcal device-related infections / B. Diemond-Hernandez, [et al.] // BMC Infect. Dis. – 2010. – №10. – P. 68–74.

20. Donlan R.M. Biofilms: Survival Mechanisms of Clinically Relevant Microorganisms / R.M. Donlan, J.W. Costerton //CLIN. MIC. REV. – 2002. – Vol. 15, № 2. – P. 167–193.

21. Garcia-Castillo M. Differences in biofilm development and antibiotic susceptibility among clinical Ureaplasma urealyticum and Ureaplasma parvum isolates / M. Garcia- Castillo, [et. al.] // J. Antimicrob. Chemother. – 2008. – Vol. 62, №5. – P. 1027–1030.

22. Garvis S. Staphylococcus aureus svrA: a gene required for virulence and expression of the agr locus / S. Garvis, [et. al.] // Microbiology. – 2002. – №148. – P. 3235–3243.

23. Gotz F. Staphylococcus and biofilms / F. Gotz // Mol. Microb. –2002. – Vol. 43, №6. – P. 1367–1378.

24. Hall-Stoodley L. Evolving concepts in biofilm infections / L. Hall-Stoodley, P. Stoodley // Cell Microbiol. – 2009. – Vol. 11, №7. – P. 1034–1043.

25. Harrison J.J. Persister cells mediate tolerance to metal oxyanions in Escherichia coli / Joe J. Harrison, [et. al.] // Microbiology. – 2005. – №151. – P. 3181–3195.

26. Hassett D. J. Pseudomonas aeruginosa hypoxic or anaerobic biofilm infections within cystic fibrosis airways/ D.J. Hassett, [et. al.] // Trends. Microbiol. – 2009. – Vol. 17, №3. – P. 130–138.

27. Hǿibya N. Antibiotic resistance of bacterial biofilms / Niels Hǿibya, [et. al.] // Int. J. of Antimic. Agents. – 2010. – №35. – P. 322–332.

28. Holmes, C. J. Catheter-associated biofilm /C.J. Holmes // Contrib. Nephrol. – 1990. – № 85. – P.49–56.

29. Hunter, R.C. Mapping the speciation of iron in Pseudomonas aeruginosa biofilms using scanning ransmission X-ray microscopy / R.C. Hunter, [et. al.] // Environ. Sci. Technol. – 2008. – Vol.42, №23. – P. 8766–8772.

30. Jian L. Bacterial Resistance to Antimicrobials: Mechanisms, Genetics, Medical Practice and Public Healt / L. Jian, [et. al.] // Biot. Let. – 2002. – Vol.24, №10. – P. 801–805.

31. Karatan, E. Signals, regulatory networks, and materials that build and break bacterial biofilms / E. Karatan, P. Watnick // Microbiol. Mol. Biol. Rev. – 2009. – Vol. 73, №2. – P.310–347.

32. Keren I. Persister cells and tolerance to antimicrobials / I. Keren, [et. al.] // FEMS Microb. Let. – 2004. – №230. – P. 13–18. of Multidrug Tolerance in Escherichia coli / I. Keren, [et. al.] // J. Of Bact. – 2004. – Vol. 186, №24. – P. 8172–8180.

33. Kirov S.M. Biofilm differentiation and dispersal in mucoid Pseudomonas aeruginosa isolates from patients with cystic fibrosis / S. M. Kirov, [et. al.] // Microbiology. – 2007. – №153. – P. 3264–3274.

34. Kreft J-U. Biofilms promote altruism / J-U. Kreft // Microbiology. – 200. – №150. – P.2751–2760.

35. Lewis K. Persister cell / K. Lewis // Annu. Rev. Microbiol. – 2010. – №64. – P. 357–372.

36. Lewis K. Persister cells, dormancy and infectious disease / K. Lewis // Nat. Rev. Microbiol. – 2007. – №5. – P. 48–56.

37. Lewis K. Riddle of Biofilm Resistance / K. Lewis //J. Antimicrob. Chemother. – 2001. – Vol. 45, № 4. – P. 999–1007.

38. Li M. Genetic polymorphism of the accessory gene regulator (agr) locus in Staphylococcus epidermidis and its association with pathogenicity / M. Li, [et. al.] J. of Med. Microb. – 2004. – №53. – P. 545–549.

39. Luja´n A. M. Quorum-sensing-deficient (lasR) mutants emerge at high frequency from a Pseudomonas aeruginosa mutS strain / A. M. Luja´n, [et. al.] // Microbiology. – 2007. – №153. – P. 225–237.

40. Manos J. Transcriptome analyses and biofilm-forming characteristics of a clonal Pseudomonas aeruginosa from the cystic fibrosis lung / J. Manos, [et. al.] // J. of Med. Microb.- 2008. – №57. – P.1454–1465.

41. McAuliffe L. Biofilm formation by mycoplasma species and its role in environmental persistence and survival / L. McAuliffe, [et. al.] // Microbiology. -2006. – №152. – P. 913–922.

42. McDougald, Signal-mediated cross-talk regulates stress adaptation in Vibrio species / D. McDougald, [et. al.] // Microbiology. – 2003. – Vol. 149, № 7. – P.1923–1933.

43. Mehta P. Information processing and signal integration in bacterial quorum sensing / P. Mehta, [et. al.] // Mol. Syst. Biol. – 2009 – №5. – P. 325.

44. Mo`ker N. Pseudomonas aeruginosa Increases Formation of Multidrug-Tolerant Persister Cells in Response to Quorum- Sensing Signaling Molecules / N. Mo`ker, [et. al.] // J. of Bact. – 2010. – Vol. 192, № 7. – P. 1946–1955.

45. Mohamed J.A. Biofilm formation by enterococci /J.A. Mohamed, D.B. Huang // J. of Med. Microb. – 2007. – №56. – P.1581–1588.

46. Moons P. Bacterial interactions in biofilms / P. Moons, [et. al.] // Crit. Rev. Microbiol. – 2009. – Vol. 35, №3. – P. 157–168.

47. Nickel, J.C. Catheter-associated bacteriuria. An experimental study / J.C. Nickel, [et. al.] // Urology – 1985. – № 26(4). – P. 369–375.

48. Oglesby L. L. Membrane topology and roles of Pseudomonas aeruginosa Alg8 and Alg44 in alginate polymerization / Lashanda L. Oglesby, [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154. – P. 1605–1615.

49. Pascual A. Pathogenesis of catheter-related infections: lessons for new designs/ A. Pascual // Clin. Microbiol.Infect. – 2002. – Vol. 8, № 5. – P. 256–264.

50. Petrelli D. Analysis of meticillin-susceptible and meticillinresistant biofilm-forming Staphylococcus aureus from catheter infections isolated in a large Italian hospital / D. Petrelli, [et. al.] // J. of Med. Microb. – 2008. – №57. – P. 364–372.

51. Qin Z. Formation and properties of in vitro biofilms of icanegative Staphylococcus epidermidis clinical isolates / Z. Qin, [et. al.] // J. of Med. Microb. – 2007. – №56. – P. 83–93.

52. Qiu D. ClpXP proteases positively regulate alginate overexpression and mucoid conversion in Pseudomonas aeruginosa / D. Qiu, [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154. – P. 2119–2130.

53. Rakhimova E. Pseudomonas aeruginosa Population Biology in Chronic Obstructive Pulmonary Disease /E. Rakhimova, [et. al.] // J. Of Inf. Dis. – 2009. – №200. – P. 1928–1935.

54. Rasmussen K. Microelectrode measurements of local mass transport rates in heterogeneous biofilms / K. Rasmussen, Z. Lewandowski // Biotechnol. Bioeng. – 1998. – №59. – P.302–309.

55. Roberts M. E. Modelling protection from antimicrobial agents in biofilms through the formation of persister cells / M.E. Roberts, P. S. Stewart // Microbiology. – 2005. – №151. – P. 75–80.

56. Roy V. Cross species quorum quenching using a native AI-2 processing enzyme // V. Roy, [et. al.] // ACS Chem. Biol. – 2010. – Vol. 5, №2. – P. 223–232.

57. Schumacher M.A. Molecular Mechanisms of HipAMediated Multidrug Tolerance and Its Neutralization by HipB /M.A. Schumacher, [et. al.] // Science. – 2009. – Vol. 323, №5912. – P. 396–401.

58. Simmons W.L. A Stochastic Mechanism for Biofilm Formation by Mycoplasma pulmonis / W.L. Simmons, [et. al.] // J. Bacteriol. – 2007. – Vol. 189, №3. – P. 1905–1913.

59. Simmons W. L. Biofilms Protect Mycoplasma pulmonis Cells from Lytic Effects of Complement and Gramicidin / W.L. Simmons, K. Dybvig // Infect. Immun. – 2007. – Vol. 75, №8. – P. 3696–3699.

60. Simmons W.L. Mycoplasma biofilms ex vivo and in vivo / W.L. Simmons, K. Dybvig // FEMS Microbiol. Lett. –2009. – Vol. 295, №1. – P. 77–81.

61. Smith K. Biofilm formation by Scottish clinical isolates of Staphylococcus aureus / K. Smith, [et. al.] // J. of Med. Microb. – 2008. – №57. –P. 1018–1023.

62. Spoering A. L. GlpD and PlsB Participate in Persister Cell Formation in Escherichia coli / A. L. Spoering, [et. al.] // J. Of Bact. – 2006. – Vol. 188, №14. – P. 5136–5144.

63. Thoendel M. Biosynthesis of peptide signals in grampositive bacteria / M. Thoendel, R. Horswill // Adv. Appl. Microbiol. – 2010. – №71. – P. 91–112.

64. Tomaras A.P. Characterization of a two-component regulatory system from Acinetobacter baumannii that controls biofilm formation and cellular morphology / A.P. Tomaras, [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154. – P. 3398–3409.

65. Tormo M.A. Bap-dependent biofilm formation by pathogenic species of Staphylococcus: evidence of horizontal gene transfer? / M. A´ngeles Tormo, [et. al.] // Microbiology. – 2005. – №151. – P. 2465–2475.

66. Tormo M.A. Phase-variable expression of the biofilmassociated protein (Bap) in Staphylococcus aureus / M. A´ngeles Tormo, [et. al.] // Microbiology. – 2007. – №153. – P.1702–1710.

67. Traber K.E. agr function in clinical Staphylococcus aureus isolates / Katrina E. Traber, [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154. – P. 2265–2274.

68. Van Alst N. E. Nitrate sensing and metabolism modulate motility, biofilm formation, and virulence in Pseudomonas aeruginosa / N.E. Van Alst, [et. al.] // Infect. Immun. – 2007. – Vol.75, №8. – P. 3780–3790.

69. Vergara-Irigaray M. Wall teichoic acids are dispensable for anchoring the PNAG exopolysaccharide to the Staphylococcus aureus cell surface / M. Vergara-Irigaray, [et. al.] // Microbiology. – 2008. – №154. – P.865–877.

70. Vu B. Bacterial extracellular polysaccharides involved in biofilm formation / B. Vu [et. al.] // Molecules. – 2009. – Vol. 14, №7. – P. 2535–2554.

71. Vuong C. Increased Colonization of Indwelling Medical Devices by Quorum-Sensing Mutants of Staphylococcus epidermidis In Vivo / C. Vuong, [et. al.] // J. of Inf. Dis. – 2004. – №190. – P. 1498–505.

72. Williams P. Quorum sensing, communication and crosskingdom signalling in the bacterial world / P. Williams // Microbiology. – 2007. – №153. – P. 3923–3938.

73. Xavier J. B. Biofilm-control strategies based on enzymic disruption of the extracellular polymeric substance matrix – a modelling study / J.B. Xavier, [et. al.] // Microbiology. – 2005. – №151. – P. 3817–3832.

74. Xiong Y. Q. Phenotypic and Genotypic Characteristics of Persistent Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus Bacteremia In Vitro and in an Experimental Endocarditis Model / Yan Q. Xiong, [et. al.] // J. of Inf. Dis. – 2009. – №199. – P. 201–209.

75. Yao Y. Genomewide Analysis of Gene Expression in Staphylococcus epidermidis Biofilms: Insights into the athophysiology of S. epidermidis Biofilms and the Role of Phenol-Soluble Modulins in Formation of Biofilms / Y. Yao, [et. al.] // J. of Inf. Dis. – 2005. – №191. – P. 289–298.

• Обратные ссылки не определены.

Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.

Гостев, В.В. Бактериальные биопленки и инфекции / В.В. Гостев, С.В. Сидоренко // Журнал инфектологии. - 2010. - Том 2, №3. - С. 4-15.

Тец, В.В. Бактериальные сообщества / В.В. Тец // Клеточные сообщества / В. Тец [и др.]; под ред. В. Теца. - СПб.: Изд-во СПбГМУ, 1998. - С. 15-73.

A two-step procedure for automatic and accurate segmentation of volumetric CLSM biofilm images / J. Yerly [et al.] // J. of Microbiological Methods. - 2007. - Vol. 70. -P. 424-433.

Bacterial biofilms and infection / I. Lasa [et al.] // An. Sist. Sanit. Navar. - 2005. - Vol. 28, №2. - P.163-175.

Camargo, A.C. Biofilm formation on catheters used after cesarean section as observed by scanning electron microscopy / A.C. Camargo, E.L. Pizzolitto // International J. of Gynecology and Obstetrics. - 2005. Vol. 90. - P.148-149.

Chole, R.A. Anatomical evidence of microbial biofilms in tonsillar tissues: a possible mechanism to explain chronicity / R.A. Chole, B.T. Faddis // JAMA Otolaryngology - Head & Neck Surgery. - 2003. - Vol. 129, №6. - P. 634-636.

Costerton, J.W. Bacterial biofilm: a common cause of persistent infection / J.W. Costerton, P.S. Stewart, E.P. Greenberg // Science. - 1999. - Vol. 284. - P. 1318-1322.

Davies, D. Understanding biofilm resistansce to antibacterial agents / D. Davies // Nature reviews. Drug discovery. - 2003. - Vol. 2. - P. 114-122.

Edlund, C. The relationship between an increase in β-lactamase activity after oral administration of three new cephalosporins and protection against intestinal ecological disturbances / C. Edlund, C. Stark, C.E. Nord // J. Antimicrob. Chemother. - 1994. - Vol. 34. - P. 127-138.

Kadurugamuwa, J.L. Bioluminescent imaging of bacterial biofilm infections in vivo / J.L. Kadurugamuwa, K.P. Francis // Methods in Molecular Biology. - 2008. - Vol. 431. - P. 225-239.

Marsh, P.D. Dental plaque as a biofilm and a microbial community - implications for health and disease / P.D. Marsh // BMC Oral Health. - 2006. - Vol. 6 (Suppl 1): S14.

Nield-Gehrig J. Shiffer, Section 2: Biofilms / J. Shiffer Nield-Gehrig, D.E. Willmann // Foundations of Periodontics for the Dental Hygienist / J. Shiffer Nield-Gehrig, D.E. Willmann. - Lippincott Williams & Wilkins, 2007. - P. 71-82.

O’Toole, G.A. Biofilm formation as microbial development / G.A. O’Toole, H.B. Kaplan, R. Kolter // Annual review of microbiology. - 2000. - Vol. 54. - P. 49-79.

Overman, P.R. Biofilm: A New View of Plaque / P.R. Overman // The Journal of Contemporary Dental Practice. - 2000. - Vol. 1, №3. - P. 18-29.

Persister Cells mediate tolerance to metal oxyanions in Escherichia coli / J.J. Harrison [et al.] // Microbiology. - 2005. - Vol. 151. - P.3181-3195.

Salyers, A.A. Why are antibiotic resistance genes so resistant to elimination? / A.A. Salyers, C.F. Amabile-Cuevas // Antimicrob. Agents Chemother. - 1997. - Vol. 41, №11. - P. 2321-2325.

Sbordone, L. Oral microbial biofilms and plaque- related diseases: microbial communities and their role in the shift from oral health to disease / L. Sbordone, C. Bortolaia // Clin. Oral Invest. - 2003. - Vol. 7. - P. 181-188.

Specialized persister cells and the mechanism of multidrug tolerance in Escherichia coli / I. Keren [et al.] // J. of Bacteriology. - 2004. - Vol. 186. - P. 8172-8180.

Struthers, J.K. The use of a continuous culture system to study the antimicrobial susceptibility of bacteria in biofilms / J.K. Struthers // Methods in Molecular Biology. - 2001. - Vol. 48. - P. 215-225.

Watnick, P. Biofilm, city of microbes / P. Watnick, R. Kolter // J. of Bacteriology. - 2000. - Vol. 182. - P. 2675-2679.

• На текущий момент ссылки отсутствуют.

Скородумов Д.И.,Карабанов С.Ю. ФГБОУ ВПО "Московский государственный университет пищевых производств", г. Москва

Введение. На сегодняшний день большой интерес представляет роль бактериальных биопленок в патологических процессах. Биопленки - сложные микробные сообщества, организованные на какой-либо поверхности органического или неорганического происхождения, и в отличие от свободно плавающих (планктонных) клеток обладают повышенной резистентностью к различного рода внешним воздействиям [1, 2, 7, 8]. Установлено, что во многих случаях при хронических и рецидивирующих инфекциях выделяются культуры микроорганизмов, образующие биопленки [4, 6].

Отит собак - довольно частая проблема с которой обращаются владельцы животных; по статистике это от 10 до 20% визитов в ветеринарную клинику [9]. Первопричинами данного заболевания могут быть разнообразные факторы, в частности: аллергические реакции различной этиологии, опухолевые образования, инородные тела, травмы, что в ассоциации с микроорганизмами, которые всегда находятся в слуховом проходе, дает клиническую картину отита.

Имеются данные, что возбудители отитов человека часто формируют биопленки [3, 5].

Задачей нашего исследования явилось сравнительная оценка чувствительности бактерий, ассоциирующихся с отитами собак, к антибиотикам, определенной традиционными методами и при условии нахождения микроорганизмов в фенотипе биопленки.

Материалы и методы. Микробиологическому исследованию были подвергнуты материалы от 50 собак с клинической картиной отита. Из 188 выделенных культур микроорганизмов для изучения антибиотикочувствительности были взяты 37 штаммов S. aureus, 31 штамм S. intermedius и 10 штаммов P. aeruginosa. Все выделенные культуры микроорганизмов в предшествующих опытах были классифицированы как сильные или умеренные образователи биопленки in vitro.

При определении чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам традиционными методами руководствовались методическими указаниями "Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам" (МУК 4.2.1890-04, 2004). Использовали соответствующие диагностические наборы дисков с антибиотиками, а для определения МПК антибиотики в порошке (ФБУН НИИ эпидемиологии и микробиологии имени Пастера, Санкт-Петербург).

Для определения минимальной подавляющей концентрации антибиотика в отношении бактерий в фенотипе биопленки использовали метод с использованием микротитровальных полистироловых планшетов с U-образными лунками, которые заполняли питательным бульоном с добавлением 1% сахарозы. В качестве питательной среды использовали питательный бульон (Nutrient Broth), производства HIMEDIA, Индия. В лунки вносили 199 мкл питательной среды и 1 мкл бактериальной культуры выращенной на этой же среде в течение 4 часов при 37°С. Каждый испытуемый штамм засевали в три лунки. Затем планшеты инкубировали в стационарных условиях при 37°С в течение 24 часов, по прошествии данного времени из каждой лунки удаляли содержимое и промывали трехкратно фосфатным буфером. Далее в каждую лунку вносили антибиотик в двукратно понижающейся концентрации, в стерильной питательной среде и продолжали инкубировать еще 24 часа при 37°С. По прошествии этого времени проводили визуальный учет результатов. За минимальную подавляющую концентрацию биопленки принимали концентрацию, подавляющую видимый рост в лунке.

Результаты исследований. Результаты определения чувствительности культур диско-диффузионным методом представлены в таблице 1.

Таблица 1. Результаты определения чувствительности выделенных бактерий к антибиотикам диско-диффузионным методом

S. aureus (37 штаммов)

S. intermedius (31 штамм)

P. aeruginosa (10 штаммов)

* У - устойчивые, П - промежуточные, Ч - чувствительные

Как следует из данных, представленных в табл. 1, чувствительными к цефотаксиму были 98,65% штаммов, к ципрофлоксацину - 100%, к гентамицину - 100%, к эритромицину - 100%, ампициллину - 94,05% штаммов. Штаммы P. aeruginosa показали выраженную полирезистентность и были чувствительны только к ципрофлоксацину.

На основании оценки чувствительности микроорганизмов к антибиотикам диско-диффузионным методом, было выбрано 5 наиболее эффективных антибиотиков из разных групп (ципрофлоксацин, эритромицин, ампициллин, гентамицин, цефотаксим) для определения их МПК и МБИК. Интерес представляли штаммы, способные образовывать биопленку. В данном опыте тестировали 20 штаммов S. aureus, 12 штаммов S. intermedius и 10 штаммов P. aeruginosa, определенных как сильные или умеренные образователи биопленки in vitro.

Таблица 1. МБИК и МПК , испытанных антибиотиков , для S. aureus, S. intermedius и P. aeruginosa

МПК и МБИК микроорганизмов

S. aureus (20 штаммов)

S. intermedius (12 штаммов)

P. aeruginosa (10 штаммов)

Заключение. Как следует из полученных данных, культуры S. aureus, S. intermedius и P. aeruginosa в фенотипе биопленки проявляют существенно большую резистентность к антибиотикам, чем те же штаммы в планктонном фенотипе. Полученные нами результаты 13 совпадают с выводами других авторов.

Таким образом, выживаемость бактерий в фенотипе биопленки в присутствии антибиотиков принципиально иная, что может в значительной степени влиять на исход лечения больных животных с биопле-ночной инфекцией.

Целесообразно, после установления этиологической роли бактериальных изолятов определять их чувствительность к антибиотикам не только традиционными методами, но и с определением МБИК.

1. Антимикробная активность офлоксацина в отношении микроорганизмов, выделенных от больных животных / В.Н. Скворцов, Н.А.Сафонова, А.А.Балбуцкая, В.В.Маханев, А.В.Войтенко // Ветеринарная патология. 2011. N°3. С.100-103.
2. Гостев В.В., Сидоренко С.В. Бактериальные биопленки и инфекции. Журнал инфектологии 2010; 2 (3): C. 4-15
3. Лямин, А.В. Методы выявления биопленок в медицине: возможности и перспективы/ А.В. Лямин, Е.А. Боткин, А.В. Жестков // Клин. микробиол. антимикроб. химиотер., 2012, Том 14, No 1. - С.17-22.
4. Cole L.K., Kwochka K.W., Kowalski J.J. and other. Microbial flora and antimicrobial susceptibility patterns of isolated pathogens from the horizontal ear canal and middle ear in dogs with otitis media. Journal of the American Veterinary Medical Association 212, P. 534-538
5. Donlan, R.M. Biofilms: Survival Mechanisms of Clinically Relevant Microorganisms, R.M. Donlan, J.W. Costerton, Clin. Microbiol. Rev. - 2002. - Vol. 15, No 2. - Р. 167-193.
6. Lewis K., Persister cells and the riddle of biofilm survival. Biochemistry 70(2), P. 327 - 336, 2005
7. Pintucci J.P., Corno S, Garotta M. Biofilms and infections of the upper respiratory tract. Eur Rev Med Pharmacol Sci 2010; 14: P. 683-90
8. Saridomichelakis M.N., Fermaki R., Leontides L.S and other. Aetology of canine otitis externa: a retrospective study of 100 cases. Veterinary Dermatology. 18, P. 341-347
9. Scott D.W., Miller W.H. Griffin C.E. diseases of the eyelids, claws, anal sacs and ears. In: Miller and Kirk's Small Anima Dermatology. Philadelpia, PA, USA. Pp 1185-1236.

Резюме. В данной работе были исследованы патологические материалы от 50 собак различных пород и возрастных групп с выраженной клинической картиной отита. Из полученных 188 культур микроорганизмов интерес представляли штаммы S. aureus, S. intermedius и P. aeruginosa. Исследованию была подвергнута антибиотикочувствительность 37 штаммов S. aureus, 31 штамма S. intermedius и 10 штаммов P. aeruginosa, выделенных при отитах собак. Штаммы S. aureus и S. intermedius проявили чувствительность к эритромицину (100%), к клиндамицину (98,65%), к ципрофлоксацину (100%), к левофлоксацину (100%), к ванкомицину (94,35%), к гентамицину (100%), к бензилпенициллину (100%), к оксациллину (93,25%), к имипенему (100%), к ампициллину (94,05%), а также к цефотаксиму (98,65% штаммов). Все выделенные штаммы P. aeruginosa проявили выраженную полирезистентность. Исключение составил антибиотик ци-профлоксацин (100% штаммов оказались чувствительны). Следующим этапом работы было определение минимальной подавляющей концентрации (МПК) и минимальной биопленочной ингибирующей концентрации (МБИК) для данных антибиотиков. Полученные данные были проанализированы между собой. При этом показано, что разница между величинами МПК и МБИК антибиотиков существенно отличается в пользу последних, и может достигать нескольких порядков. Эта информация в сравнении является очень важной для практикующего ветеринарного врача. Имея данные по МПК и МБИК в сравнении, специалист имеет возможность назначать антибактериальные препараты с большей эффективностью, что в свою очередь будет положительно влиять на течение патологического процесса и исход заболевания.

Ключевые слова: ветеринария, антибиотик, биопленка, отит собак, минимальная подавляющая концентрация (МПК), минимальная биопленочная ингибирующая концентрация (МБИК), антибиотикочувствительность, резистентность, штамм, S. aureus, S. intermedius, P. aeruginosa.