Вирусвакцина для оральной иммунизации диких плотоядных животных против бешенства

ОРАЛЬНАЯ ВАКЦИНАЦИЯ ПЛОТОЯДНЫХ ПРОТИВ БЕШЕНСТВА (ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР)

Бешенство ( Rabies ) - фатальный прогрессирующий энцефалит вирусной этиологии всех млекопитающих. Это заболевание с необратимым поражением центральной нервной системы и самым высоким уровнем летальности, одно из наиболее злокачественных инфекционных болезней [5]. Г лавным резервуаром и источником возбудителя бешенства являются дикие животные (волки, лисы, еноты, песцы, хорьки и др.), бродячие собаки и кошки.

Чтобы обезопасить животных и людей от вируса бешенства проводят вакцинацию основных носителей бешенства-лисиц. Вакцинация проводится весной и осенью. Раскладка вакцины - наиболее эффективный метод защиты диких животных от вируса бешенства.

Для вакцинации диких плотоядных животных в РФ зарегистрированы следующие вакцины:

Приманка по внешним признакам представляет собой цилиндр или параллелепипед серого или темно-коричневого цвета. Изготавливается она из продуктов, которые являются наиболее съедобными для плотоядных животных, обладают специфическим запахом, тем самым повышая вероятность того, что животное обратит внимание на нее [1].

Приманка изготовлена в виде брикета, который проглотить невозможно, можно только раскусить. Животное, почуяв запах, раскусывает брикет и вакцина попадает на слизистую ротовой полости, далее вакцина попадает в организм. На 21 день после вакцинации формируется иммунитет против вируса бешенства продолжительностью до 12-ти месяцев [1].

Это говорит о том, что оральная вакцинация плотоядных животных является самым эффективным методом для выработки антител против вируса бешенства. Для того, чтобы точно обнаружить съеден брикет или нет он изготовлен специальным способом: в него введен биомаркер (тетрациклин), он накапливается в костной ткани и зубах животного на всю жизнь, обнаружить его можно легко с помощью флуоресцентного метода. Вирусвакцина безвредна, ареактогенна для диких животных (лисицы, песца, енотовидной собаки, кабана, лося, медведя), а также для домашней свиньи и собаки.

Раскладка вирусвакцины. Перед началом вакцинации в данной области необходимо информировать административные органы, обучить людей, которые будут привлечены к размещению вакцины. Доставка препарата к месту назначения осуществляется транспортными средствами, обеспечивающими температурный режим не выше минус 20 °С. Работы по организации вакцинации проводятся под контролем представителей ветеринарной службы и специалистов охотоведов. Размещение вакцины осуществляют ручным способом или с помощью авиации. Для предупреждения запаха человека при контакте с препаратом необходимо пользоваться защитными перчатками. При раскладке в полевых условиях брикеты осторожно пальцами выдавливают из коробок на землю. Препарат следует маскировать, защищая от прямых солнечных лучей, после укладки брикеты закрывают естественным материалом (листья, трава и т. д.). Раскладывают вакцину по площади равномерно. При сбрасывании препарата методом авиации его сбрасывают через каждые 250 м. При ручном распределении раскладывают в местах обитания диких животных вблизи их нор.

Раскладка вирусвакцины должна обеспечивать попадание не менее чем 8-10 брикетов на каждый реальный или потенциальный норный охотничий участок. Типичный радиус норного участка у лисицы при хорошей кормовой базе не превышает 500 м. Норный участок енотовидной собаки практически такой же. Если брикеты не были съедены-их собирают и уничтожают с помощью сжигания. В городах приманку не раскладывают.

Срок годности и условия хранения вирусвакцины. С даты выпуска срок годности составляет 10 месяцев при соблюдении всех правил хранения. Хранят в сухом месте при температуре от -10°С до -20 °С. Вирусвакцину хранят в местах недоступных для детей и случайных лиц [3].

Побочные действия. При передозировке вакцин побочных действий не выявлено [4].

Особые указания. При работе с брикетами-приманками работники должны быть в перчатках, во избежание попадания вследствие разрыва брикета содержимого на кожу. При отсутствии маркировки на вакцине, нарушении условий хранения, она подлежит немедленной утилизации автоклавированием [4].

Вакцина для оральной иммунизации диких плотоядных животных против бешенства. [Электронный ресурс]- Режим доступа:https://центр-ветеринарии.рф/images/docs/Biopreparaty/primenenie/Вакцина%20для%20оральной%20иммунизиции%20диких%20плотоядных%20животных%20против%20бешенства%20Рабивак-О_333.pdf

Вирусвакцина для оральной иммунизации диких плотоядных животных против бешенства. [Электронный ресурс]- Режим доступа:http://www.arriah.ru/en/main/production/price-vaccines/116/virusvaktsina-dlya-oralnoi-immunizatsii-dikikh-plotoyadnykh-zhivo

Макаров В. В. Бешенство [Текст] / В.В. Макаров. Российский ветеринарный журнал. – 2017. - №1. - 28 с.

Еще фото

Ключевые слова: бешенство диких животных, оральные антирабические вакцины

Key words: rabies of wild animals, oral rabies vaccines

Аннотация

В поддержании и распространении бешенства ведущую роль играют безнадзорные собаки и кошки, а также дикие плотоядные, поэтому основные меры должны быть направлены на борьбу с бешенством у данной категории животных. Для диких животных в РФ применяются различные оральные антирабические вакцины, эффективность которых в местах применения необходимо строго контролировать по наличию в зубной ткани вакцинируемых животных биомаркера (тетрациклин) и наличию у них антирабических антител в сыворотках крови.

Summary

In maintenance and distribution rabies the leading role is played by neglected dogs and cats, and also wild carnivorous therefore the main measures have to be directed on fight against rabies at this category of animals. The different oral rabies vaccines which efficiency in places of application needs to be supervised strictly on existence in teeth of vaccinated animals of a biomarker (tetracycline) and to existence of rabies antibodies in serums are applied to wild animals in the Russian Federation.

В последние 20 лет в Российской Федерации сложилась непростая эпизоотическая ситуация по многим особо опасным инфекциям, однако, на этом фоне ситуация с бешенством не может не вызывать особую тревогу. За короткий период (1997-2007 гг.) число случаев заболевания бешенством среди животных в РФ возросло более чем в 4 раза (с 1052 в 1997 г. до 4860 в 2007 г.) [1]. В 2011-2012 гг. произошло незначительное снижение количества заболевших животных до 3188 и 2799, соответственно.

Однако успокаиваться и говорить о победе над бешенством еще слишком рано.

Анализ эпизоотической ситуации показывает, что в России имеются стойкие природные очаги заболевания, поддерживаемые в первую очередь за счет диких плотоядных (лисица, енотовидная собака и др.), на долю которых приходится около 50% всех регистрируемых в РФ случаев бешенства [1, 5, 6, 16]. В эпизоотический процесс вовлекаются также безнадзорные собаки и кошки, которые на ряду с дикими плотоядными представляют серьезную опасность для человека.

По данным Роспотребнадзора в Российской Федерации за период с 2008 по 2011 гг. зарегистрировано 57 летальных исходов заболеваний людей гидрофобией (бешенством). Источниками заражения людей в 30 случаях (52,6%) явились больные бешенством собаки и кошки, половину из которых составили безнадзорные животные; в 24 случаях (43,6%) — дикие животные (лисицы — 12, енотовидные собаки — 9, волки — 2, дикий кабан — 1).

У одного человека заболевание возникло в процессе ухода за бешеной коровой, а у двоих источник не был установлен [11].

Учитывая крайне высокую степень опасности для человека распространения бешенства среди диких и безнадзорных плотоядных животных, являющихся основным резервуаром и источником данной инфекции, меры борьбы должны быть направлены в первую очередь на снижение, вплоть до полного искоренения, указанного заболевания именно среди этой группы животных.

Обращаясь к мировому, особенно передовому европейскому опыту по ликвидации бешенства, следует отметить, что на сегодняшний день в развитых европейских странах безнадзорных собак и кошек практически нет. Это достигается за счет неукоснительного исполнения законодательства в области содержания домашних животных.

В РФ порядок содержания домашних животных определяется местной администрацией, при этом за его обеспечение никто не отвечает, что влечет за собой многочисленные нарушения. Ситуации, когда хозяева избавляются от надоевших домашних любимцев, просто выбрасывая их на улицу, не являются редкостью. Часто владельцы берут на лето животных на дачу, а, возвращаясь осенью в город, оставляют их без всякого попечительства. В сложившейся ситуации необходимо повысить личную ответственность за содержание и благополучие домашних животных, как среди владельцев, так и со стороны администрации поселений (садоводческих товариществ и др.):

1. в целях упорядочивания содержания домашних животных можно предложить обязательное чипирование всех собак и кошек, что позволит не только полностью их идентифицировать, но и, в случае необходимости, установить и привлечь к ответственности хозяев;

2. еще одной действенной мерой мог бы быть налог на содержание собак и кошек, что, позволило бы с одной стороны повысить ответственность у их владельцев, а с другой – упорядочить контроль за содержанием домашних животных;

3. на сегодняшний день за случаи нападения безнадзорных животных на жителей никто ответственности не несет, поэтому наличие бродячих собак в населенных пунктах и вблизи садовых участков мало кого заботят, по всей видимости, персональную ответственность должны нести представители местной администра­ции, что, несомненно, повлияет на улучшение ситуации с безнадзорными животными в населенных пунктах.

В целях ограничения численности безнадзорных животных в РФ применяют различные меры: отстрел, отлов с последующей стерилизацией и возвращением и др. Если первая мера представляется неприемлемой как негуманная, то вторая оказалась абсолютно не эффективной [8].

Как показывает практика, скопление безнадзорных животных часто происходит вблизи продуктовых рынков, свалок пищевых отходов, т.е., там, где есть источники пищи. В связи с этим первоочередной мерой по борьбе с бешенством является полная ликвидация открытых источников пищевых отходов (свалок, мусорных куч и т.д.).

Второй составляющей в плане искоренения бешенства должен быть безвозвратный отлов безнадзорных собак и кошек, для чего необходимо создать целую сеть приютов для этих животных, способную вместить всех отлавливаемых животных.

Борьба с бешенством диких плотоядных включает в себя две основных составляющих: регулирование численности и вакцинация с помощью оральных вакцин.

Международное эпизоотическое бюро (МЭБ) рекомендует поддерживать численность лисиц, основных переносчиков бешенства, на уровне не более 1-2 животных на 10 км 2 , что должно обеспечивать эпизоотическое благополучие территорий. Однако данная рекомендация, основанная на условиях Западной Европы, не учитывает влияния других диких плотоядных, включающихся в процесс распространения бешенства, а также является лишь временной мерой, не обеспечивающей устойчивого эпизоотического благополучия [10].

Тем не менее, до конца 70-х годов прошлого века регулирование численности диких плотоядных являлось единственной действенной мерой борьбы с бешенством [3]. С появлением оральных антирабических вакцин ситуация изменилась. Первые кампании по оральной вакцинации лисиц были проведены в 1978 г. в Швейцарии, а первые документированные положительные результаты в национальных масштабах были получены на территории ФРГ в результате широкомасштабной межгосударственной кампании ОВЛ в 1983-1986 гг. [9]. В качестве приманок использовали куриные головы, внутрь которых помещали пакет из пластика и алюминиевой фольги с вакцинным штаммом SAD и тетрациклином в качестве биомаркера. Позднее широкомасштабные кампании оральной вакцинации были применены в других европейских странах и на сегодняшний день в странах Евросоюза регистрируются только отдельные случаи заболевания бешенством среди диких животных [10].

В условиях России полномасштабные кампании оральной вакцинации не осуществимы как по техническим причинам, так и по финансовым соображениям. Тем не менее, на отдельных территориях оральную вакцинацию проводить не только возможно, но и необходимо. Поэтому в стране были разработаны пероральные антирабические вакцины на базе отечественных штаммов РВ-97 и ТС-80.

Вирусвакцина против бешенства для оральной иммунизации диких плотоядных животных производства ВНИИВВиМ содержит фиксированный штамм вируса бешенства ТС-80, полученный в 1980 г. Сафоновым Г.А. и др., и депонированный в ВГНКИ 17 февраля 1988 г. Данная вакцина выпускается в очень ограниченном объеме и не получила широкого распространения в практике.

Поскольку основными критериями при выборе штамма, применяемого для приготовления живых вакцин, являются безопасность и иммуногенность [16], большим недостатком вакцин из штаммов ТС-80 и РВ-97 является их остаточная вирулентность для грызунов [2,12].

Поскольку ветеринарные службы не в состоянии дифференцировать эпизоотические изоляты от вакцинных штаммов вируса, то при появлении сообщений о случаях бешенства среди грызунов некоторые специалисты стали говорить о не эффективности и даже вредности оральной вакцинации диких плотоядных [4]. Тем не менее, работа в области оральной вакцинации диких животных против бешенства продолжалась.

Широкомасштабное распространение живых антирабических вакцин требует пристального контроля за их безопасностью и эффективностью. Применяемые в РФ оральные вакцины проходят обязательный контроль на безвредность для целевых животных в течение не менее 90 суток и биологическую активность в культуре клеток.

При оценке эффективности оральной вакцинации в полевых условиях используют два основных метода: определение наличия тетрациклина, используемого в качестве маркера поедаемости оральных антирабических вакцин, в зубной ткани и костях целевых животных отстрелянных в зонах вакцинации, а также определение у них титра антирабических антител [9].

Традиционный метод определения вируснейтрализующих антител — реакция нейтрализации на белых мышах или в культуре клеток трудоемки, продолжительны по времени и требуют больших материальных затрат для определения антирабических антител в блок-ИФА была разработана и апробирована в полевых условиях универсальная иммуноферментная тест-система, не требующая наличия антивидовых пероксидазных конъюгатов к каждому виду животного 15.

К сожалению, в Российской Федерации до сих пор не принята государственная программа по борьбе с бешенством, что существенно затрудняет ликвидацию данного заболевания на всей её территории.

Литература

2. Борисов А.В. Разработка технологии изготовления вирусвакцины против бешенства диких плотоядных: Автореф. дис. канд. вет. наук / Всерос. НИИ защиты животных: Владимир, 2003.

3. В.А. Ведерников, В.А. Седов, Э.В. Ивановский. Бешенство животных //Москва, - Колос. 1974.

5. Дудников С.А. Лисицы как маркер риска при бешенстве: II Противоэпизоотические мероприятия // Труды конференции ВНИИВВиМ, г. Покров, 2003 г. С. 69-73.

8. А. А. Заволока О регулировании численности бездомных животных из-за проблем с бешенством // VetPharma, 2013, №4, С. 25-27.

9. В.В. Макаров Оральная вакцинация лисиц против бешенства безальтернативна // Ветеринарная патология. 2009. №4. С. 104-107.

10. Метлин А.Е., Чернышева Е.В., Рыбаков С.С. Бешенство животных: эпизоотология, меры борьбы и перспективы // Ветеринария Кубани. 2009. №6. С. 2-4.

12. Сливко И.А. Иммунобиологические свойства вакцинных штаммов ТС-80 и 71 БелНИИЭВ-ВГНКИ вируса бешенства: Автореф. дис. канд. вет. наук / Всерос. НИИ вет. вирусологии и микробиологии: Покров, 2003.

13. Хисматуллина Н.А., Гулюкин А.М., Сабирова В.В., Гафарова А.З., Елаков А.Л. Разработка и применение блок-иммуноферментной тест-системы для контроля эффективности вакцинопрофилактики бешенства // Ветеринарна медицина. Мiжвiдомчий тематичний науковий збiрник. Вып. 96. 2012 г. – Украина, г. Харкiв - С. 64-66.

14. Н.А. Хисматуллина, Т.П. Петрова, А.М. Гулюкин, В.В. Сабирова, А.З. Гафарова, Ш.М. Насыров, М.И. Маркова, А.Л. Елаков. Контроль эффективности вакцинопрофилактики бешенства дикой фауны на территории Калининградской области РФ //Ветеринарный врач. 2012. №6, С.8-11

15. Н.А.Хисматуллина, А.М.Гулюкин, В.В.Сабирова, А.З.Гафарова, М.Насыров, М.И.Маркова, А.Л.Елаков, С.Р.Кулакова, И.В.Амирова. Контроль эффективности вакцинопрофилактики бешенства дикой фауны на территории Смоленской области РФ// Труды ВИЭВ. – Москва, 2013; Т.77 – С. 197-200.

16. Шестопалов А. М. Экологический полиморфизм и территориальная значимость различных вирусных патогенов: Автореф. дис. докт. биол. наук / Новосибирск, 2010.

17. K. Habel. Общие соображения относительно определения безвредности и иммуногенности / Методы лабораторных исследований по бешенству. Третье издание. Всемирная организация здравоохранения, Женева, 1975.

УДК 619:616.98:578.824.11:615.371
DOI 10.33861/2071-8020-2019-3-7-9

Введение. Ветеринарные вакцины против бешенства содержат или живой вирус, аттенуированный для целевых животных (такой как Flury низкого пассажа на яйцах, Flury высокого пассажа на яйцах, Street-Alabama-Dufferin или Kelev), или вирус, инактивированный химическими или физическими средствами, или представляют из себя рекомбинантные генноинженерные вакцины. Вакцинный вирус культивируют в ткани ЦНС новорожденных животных (тканевые вакцины), в яйцах с развивающимся эмбрионом (эмбриональные) или в различных клеточных культурах (культуральные) [4, 5, 6]. Для каждого вида разрабатываемой вакцины, на животных-мишенях следует определить продолжительность и напряжённость иммунитета, выработанного в результате применения биопрепарата.

Относительно живых вирусных вакцин, должно быть установлено минимальное количество вируса, на введение которого вырабатывается адекватный иммунный ответ. Кроме того вакцины обоих типов подвергают тестированию на безвредность и отсутствие токсичности. Касаемо живых вирусных вакцин, которые производят для пероральной вакцинации диких животных, то необходимо доказывать их безопасность и эффективность на животных-мишенях и безопасность на животных, не являющихся целевыми видами (грызуны и другие дикие животные) [1, 2, 3].

По литературным данным существуют различные методы определения иммуногенной активности антирабических вакцин [4, 5, 6, 7]. Среди них можно отметить исследование сыворотки объемным методом Национальных Институтов Здравоохранения США (NIH), реакцию вируснейтрализации в культуре клеток (FAVN) и быструю реакцию подавления флуоресцирующего фокуса для определения нейтрализующих вирус бешенства антител (RFFIT) - (предписанные для международной торговли тесты); реакцию вируснейтрализации на мышах, иммуноферментный анализ (ИФА) с использованием моноклональных антител к протеину G и некоторые другие. Результаты выражаются в международных единицах или эквивалентных единицах относительно международной стандартной антисыворотки.

Кроме указанных методик на практике используют метод прямого заражения иммунизированных против бешенства плотоядных животных с использованием уличного (или стандартного контрольного) вируса бешенства против 5-50 или 10-100 МЛД50. Данная методика определения инфекционной активности связана с техническими сложностями: приобретение, содержание, иммунизация, заражение и содержание зараженных животных в течение всего периода наблюдения.

Большинство рассматриваемых методик определения иммуногенной активности при разработке были направлены на определение антител в сыворотках крови от парентерально иммунизированных животных (с использованием различных инактивированных антирабических вакцин). Применение этих методов создает ряд неудобств и ошибок при проведении исследований, а также связано с вышеописанными техническими сложностями.

Для контроля поствакцинального иммунитета у орально иммунизированных живыми вакцинами диких плотоядных животных ВОЗ и МЭБ рекомендуют реакцию вируснейтрализации в культуре клеток (реакция вируснейтрализации с флуоресцирующими антителами - FAVN) [5, 6]. Для постановки данной реакции необходимо получить опытную сыворотку крови в максимально стерильных условиях, так как она будет использована для работы с культурой клеток, а так же иметь стандартизированные питательные среды, реактивы, контрольные штаммы и референтные стандартные сыворотки.

Исходя из вышеизложенного, целью нашего исследования была попытка разработки возможной лабораторной модели определения иммуногенной активности (ИА) живой антирабической вакцины для диких плотоядных животных на лабораторных восприимчивых животных.

Накопление вакцинного вируса проводили в перевиваемой культуре клеток BHK-21(cl-13) в роллерном монослое и глубинным суспензионным способом в лабораторном биореакторе Biostat-B.

Титр инфекционной активности полученного вируса проверяли методом титрования на мышатах при интроцеребральном заражении. Активность вируса составляла от 6,25 до 7,50 lg МЛД50/мл.

Для экспериментального контрольного заражения нами использовался фиксированный вирус бешенства штамм Challenge Virus Standard (CVS) в виде мозговой культуры, полученный в 1971 г. из лаборатории профилактики бешенства Института полиомиелита и вирусных энцефалитов АМН СССР. Вирус CVS был адаптирован к культуре клеток РЭК. Титр инфекционной активности вируса, использованного в экспериментах, составляет 7,0 lg МЛД50/мл.

Расчет вели от базового варианта иммунизации диких плотоядных животных: на среднестатистическую лисицу массой 5-6 кг для создания напряженного иммунитета должно быть введено орально 1-2 млн. МЛД50, и созданный иммунитет должен противостоять 10-100 МЛД50 контрольного вируса CVS.

В пересчете на живую массу лабораторных подопытных животных и, с учетом физиологических данных, они должны получить орально 5.620-56.200 МЛД50/гол. Иммунизировали мышей однократно орально в дозе вируса 5620-56200 МЛД в объеме 0,03 мл из шприца, не травмируя слизистую оболочку ротовой полости.

Через 21 день иммунизированных мышей подвергали экспериментальному контрольному заражению стандартом вируса CVS в дозе 10-100 МЛД50/0,03 мл. Параллельно стандартный вирус в дозе 10-100 МЛД50/0,03 мл вводили не иммунной группе контроля. Кроме того провели уточняющую титрацию заражающего материала, по итогам которой установили, что опытные и контрольные животные получили при заражении 31,6 МЛД50/0,03 мл.

Напряженность сформировавшегося иммунитета определяли по выживаемости мышей в течение 14 суток после экспериментального контрольного заражения.

За сутки до контрольного заражения (20-й день) у иммунизированных животных брали кровь для определения титров антител в реакции вирус нейтрализации на культуре клеток ВНК-21(с1-13) с постоянной дозой контрольного вируса CVS в дозе 10-100 МЛД50/0,03 мл (фактическая доза 31,6 МЛД50/0,03 мл). Реакцию нейтрализации ставили в 96-луночных планшетах, окрашивание проводили флуоресцеин изо-тиоцинатом антирабического конъюгата через 48 часов инкубации по стандартной методике. Конечный титр сывороточной нейтрализации определяется как фактор наивысшего разведения сыворотки, при котором 50% наблюдаемых микроскопических полей содержат одну или более инфицированных клеток. Результат РВН оценивали качественным образом: отсутствие флуоресцирующих клеток - минусовой учёт регистрируется в отношении лунки; наличие флуоресцирующих клеток (одна клетка или более) - плюсовой учёт регистрируется в отношении лунки.

Стандартная процедура постановки реакции вируснейтрализации с флуоресцирующими антителами на культуре клеток предписана ВОЗ и МЭБ для международной торговли [5, 6, 7].

Результаты исследований. Животных разделяли на 3 опытные группы и одну контрольную, с трехкратной повторностью каждого опыта.

Мыши первой опытной группы - по 6 голов (серия опыта №1) получали орально 562.000 МЛД50, второй группы - 56.200 МЛД50, третьей группы - 5.620 МЛД50.

Через 20 суток после экспериментальной иммунизации провели отбор крови у опытных и контрольных животных. Данные экспериментов оценки иммуногенной активности по уровню вируснейтрализую-щих антител в сыворотке крови вакцинированных животных в реакции вируснейтрализации представлены в таблице 1.

Таблица 1 Титры антител у иммунизированных орально опытных животных

Доза вируса для иммунизации и выживаемость мышей

Средний титр антител в группе

Среднее значение в группе

Примечание: n=3, m=6

Результаты эксперимента свидетельствуют о формировании иммунного ответа при экспериментальной оральной иммунизации на уровне от 1:6 до 1:16 (3,0-4,0 log2) и выше. Так же прослеживается зависимость средних титров вируснейтрализующих антител и дозы вируса, полученной при иммунизации - от 1:8,7 до 1:18 при дозе 5.620 и 562.000 МЛД50, соответственно. По литературным данным полученные средние значения ВНА в экспериментальных группах обеспечивают защиту от заражения вирусом бешенства [1, 2, 3]. Эти данные были подтверждены на втором этапе исследовательской работы.

Через 21 день после иммунизации все три опытные группы и контрольная группа были заражены интрацеребрально контрольным стандартным вирусом CVS в дозе 31,6 МЛД50. Наблюдение за животными вели в течение 14 дней.

В первой серии опытов получены следующие результаты: в первой и второй группе все зараженные мыши выжили, в третьей группе -83,3 % животных выжили, при 100% падеже животных в контрольной не иммунизированной группе.

Во второй серии опытов группы мышей были иммунизированы и заражены по той же схеме. По итогам наблюдения - в первой и второй группе - 100% животных выжили, в третьей - 66,6%, в контрольной группе отмечалась - 100% гибель животных.

В третьей серии экспериментов с целью уточнения и расширения результатов исследования в опыт взяли 3 группы мышей, которых иммунизировали: первая группа - 56.200 МЛД50, вторая - 5.620 МЛД50, третья группа - 562 МЛД50, а через 20 дней провели контрольное заражение вирусом CVS. Через 14 дней наблюдения после заражения получены следующие результаты: в первой и второй группе - 100% животных выжили, в третьей все мыши пали, в контрольной группе пало - 66,6% мышей. По нашему мнению стопроцентная гибель мышей в третьей группе и выживаемость в группе контроля связаны с технической погрешностью при интрацеребральном заражении животных.

Итоговые данные проведенных экспериментов по иммунизации мышей и их выживаемости обобщены в таблице 2.

Таблица 2 Результаты выживаемости опытных животных после контрольного заражения

Доза вируса для иммунизации и выживаемость мышей, %

Примечание: n=3, m=6

Из мозга павших животных подготовлены мазки-отпечатки и обработаны флуоресцирующим глобулином для обнаружения антигена вируса бешенства при люминесцентной микроскопии. Из 12 мазков-отпечатков в 10 было обнаружено характерное для антигена вируса бешенства свечение (тельца Негри), что подтверждает гибель мышей от лабораторного заражения контрольным штаммом вируса бешенства (рисунок 1).

Рис. 1. Характерное свечение вирусных частиц (тельца Негри) при обработке флуоресцирующим коньюгатом (РИФ), люминесцентная микроскопия

Таким образом, определена однократно вводимая иммунизирующая доза в 56.200 MLD для белых мышей массой 12-14 г, создающая защиту против 10-100 МЛД50/0,03 мл контрольного вируса CVS и являющаяся достаточной для образования защитного уровня вирусней-трализующих антител. Следует так же отметить, что иммунизирующая доза в 5.620 MLD защищает от 66,6 до 100% животных, что так же является удовлетворительным результатом.

Определенная нами оральная иммунизирующая доза для мышей (56200-5620 МЛД) коррелирует с дозой вируса для диких плотоядных животных (1-2 млн. МЛД), что свидетельствует об эффективности лабораторной модели определения иммуногенной активности оральной антирабической вакцины. Данные остальных групп иммунизации животных могут быть использованы в научных целях, потому что по современным требованиям определения безвредности при различных путях введения носят рекомендательный характер.

1. Определение иммуногенной активности антирабической вакцины на лабораторной модели позволило подобрать иммунизирующую мышиную дозу вакцины, которая защищает 100% животных при экспериментальном заражении контрольным вирусом бешенства CVS в дозе 10-100 МЛД50/0,03 мл. Однократно вводимая иммунизирующая доза для белых мышей массой 12-14 г составила 56.200 MLD50.

2. Полученные при экспериментальной иммунизации мышей титры ВНА от 1:8 до 1:16 (3,0-4,0 log2) и выше, свидетельствуют о напряженном иммунитете против бешенства.

Резюме. Для каждого вида разрабатываемой вакцины, на животных-мишенях следует определить продолжительность и напряжённость иммунитета, выработанного в результате применения биопрепарата. Большинство применяемых методик определения иммуногенной активности связаны с техническими сложностями: приобретение, содержание, иммунизация, заражение и содержание зараженных животных в течение всего периода наблюдения, а так же создает ряд неудобств и ошибок при проведении исследований. Представлены результаты альтернативных исследований по изучению иммуногенной активности живой антирабической вакцины для пероральной иммунизации диких плотоядных животных. Рассматривается методика оценки иммуногенности с использованием модели оральной иммунизации на мышах при экспериментальном заражении контрольным вирусом бешенства CVS в дозе 10-100 МЛД50/0,03 мл. Однократно вводимая иммунизирующая доза для белых мышей массой 1214 г составила 56.200 MLD50, при этом титры ВНА составили от 1:6 до 1:16 (3,0-4,0 log2) и выше. Определенная нами оральная иммунизирующая доза для мышей (56200-5620 МЛД) коррелирует с дозой вируса для диких плотоядных животных (1-2 млн. МЛД), что свидетельствует об эффективности лабораторной модели определения иммуногенной активности оральной антирабической вакцины. Определение иммуногенной активности антирабической вакцины на лабораторной модели позволило подобрать иммунизирующую мышиную дозу вакцины, которая защищает 100% животных при экспериментальном заражении контрольным вирусом бешенства CVS. Полученные при экспериментальной иммунизации мышей титры ВНА от 1:8 до 1:16 (3,0-4,0 log2) и выше, свидетельствуют о напряженном иммунитете против бешенства.

Ключевые слова: бешенство, иммуногенная активность, напряженность иммунитета, антирабическая вакцина, поствакцинальный иммунитет, дикие плотоядные животные, пероральная иммунизация, оральная иммунизирующая доза.

Сведения об авторах:

Авилов Вячеслав Михайлович, доктор ветеринарных наук, член-корреспондент РАН; 119991, г. Москва, Ленинский проспект, 14; тел.: 8-901-9074326; e-mail: zolotovo-41@rambler.ru.